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Caracterización bioquímica y molecular de las proteínas de reserva en semillas de chía

Enviado por Eric Vivas Ocampo



  1. Introducción
  2. Materiales y métodos
  3. Conclusiones

Introducción

Los alimentos funcionales son aquellos que además de satisfacer y proporcionar nutrientes necesarios para el organismo ayudan a prevenir o disminuir enfermedades cardiovasculares, hipertensión arterial, cáncer, entre otras. Existen diferentes semillas con propiedades nutracéuticas y en los últimos años la popularidad de algunos ha aumentado debido a que se han comenzado a conocer estas propiedades.

La chía (Salvia hispánica L) es un pseudocereal de la familia de las Lamiaceas, ha sido cultivada desde hace siglos en México y Guatemala; actualmente ha tenido un aumento en su consumo ya que tiene efectos positivos en la salud por la gran cantidad de compuestos nutracéuticos.

Su composición proximal consta de aceite (30.4%) compuesto principalmente por ácido linolenico (63.8%) y linoleico (19%). Además, contiene una alta concentración de fibra dietética (34.4%) que ayuda a una buena salud intestinal, compuestos fenólicos que protegen contra la oxidación celular, proteínas de alto valor nutrimental (15-25%) y que contienen péptidos con funciones antihipertensivas y antioxidantes.

El objetivo de este trabajo fue caracterizar las proteínas de reserva, obtener péptidos bioactivos y evaluar sus propiedades antioxidantes y antihipertensivas in vitro y secuenciar péptidos provenientes de la fracción principal en dos semillas comerciales de chía.

Materiales y métodos

Preparación de la muestra

Las semillas de chía fueron proporcionadas por agricultores locales de Irapuato, Gto. Las semillas se remojaron en agua destilada en una relación 1:10 (g:mL) durante 1h, posteriormente, las semillas se congelaron (-80°C) y liofilizaron.

El mucílago fue separado mecánicamente sobre una malla metálica [6]. Las semillas libres de mucílago se molieron y la harina se desgraso con hexano (1:10 g: mL) a 60 ° C durante 2 h en una unidad de extracción Buchi E-816 SOX (Flawil, Suiza); la harina se dejó durante la noche en una campana de extracción y se almaceno a 4°C hasta su uso.

Extracción de las fracciones proteicas

La obtención de las fracciones proteicas de harina de chía se obtuvieron de acuerdo con la clasificación Osborne (1924) basado en el método reportado por Orona-Tamayo y col. [5]. La fracción de albúmina se extrajo con agua destilada (1:10 g: mL) y la suspensión se mezcló durante 1 h a 4°C, se centrifugo a 14,000 rpm a 4°C por 10 min y se colectaron los sobrenadantes.

El sedimento resultante se resuspendió en 0,05 mol/L Tris-HCl (pH 8,0), 0,5 mol/L de NaCl, la mezcla se agito y se centrifugo como anteriormente, la proteína soluble es designada como la fracción de globulinas. Prolaminas se extrajeron con 70/100 ml de isopropanol y se procesaron como anteriormente. Finalmente, glutelinas se extrajeron con 0.1 mol/L de Na2B4O7.H2O (pH 10).

Todas las fracciones se dializaron, liofilizaron y se almacenaron a 4°C hasta su uso. Para cuantificar la concentración de proteína se utilizó el método de Bradford y una curva estándar de albumina de suero de bovino.

Perfiles proteicos en SDS-PAGE de fracciones proteicas

La separación electroforética de las fracciones proteicas se realizó en un gel discontinuo (SDSPAGE) al 14% a 120 V y 20 &µA. Los geles fueron teñidos con Flamingo 1x (Bio-Rad, Hércules, CA, EE.UU.) utilizando el protocolo del fabricante.

Digestión in vitro de las fracciones de proteína

La digestión de proteínas se basó en el método de Wang y col. [7]. Se pesaron 50 mg de cada fracción y resuspendieron en 1.8 ml de NaCl 0.03 mol/L, las mezclas se ajustaron a pH 2.0, se incubó a 80 °C por 5 min.

Posteriormente, se adicionó pepsina (EC 3.4.23.1; Sigma-Aldrich, Toluca, México) previamente disuelta en 0.03 mol/L de NaCl, pH 2.0. [1:40; g:g; (enzima/fracción proteína o enzima/harina)] y las suspensiones se agitaron a 37°C durante 3 h. Pasado este tiempo, el pH se ajustó a 7.5 y una mezcla de tripsina (EC 3.4.21.4) y pancreatina (relación 1:1; g:g; SigmaAldrich, Toluca, México) se disolvió en 0.1 esq./L NaHCO3 y se añadió a las muestras [1:40; g: g; (Enzima/fracción proteína o enzima /harina)], se agitó a 37°C por 3 h. Las digestiones se detuvieron con calentamiento a 100°C después de 10 min y se centrifugaron a 14,000 rpm a 4°C durante 10 min. Los péptidos se recuperaron por centrifugación a 14,000 rpm a 4°C durante 10 min utilizando filtros de corte de peso molecular de 10 kDa (Amicon Ultra, Millipore). Los péptidos se almacenan a -80 C hasta su uso posterior.

Actividad antioxidante contra DPPH y ABTS

La actividad antioxidante contra el radical ABTS y DPPH fue basado en Orona-Tamayo y col. [5]. Diferentes concentraciones de peptidos (1, 5, 10, 25, 50, 100 y 200 &µg/ml) fueron utilizadas. Las muestras de peptidos (50 &µl) se mezclaron con 180 &µl de solución 0.000180 mol/L del radical DPPH disueltos en metanol al 80%. Un control se llevó a cabo de la misma manera, pero en lugar de muestra se adiciono 50 &µl de agua. La placa se incubo a 37°C por 30 min en oscuridad, entonces, la absorbancia se leyó a 517 nm; (una absorbancia inferior representa una actividad de captación de DPPH superior). El ensayo antioxidante de péptidos contra ABTS se realizó de acuerdo al método descrito por Orona-Tamayo y col. [5].

La solución madre de ABTS se generó a través de una reacción de oxidación química con persulfato de amonio (PSA). La solución de ABTS (0.007 mol/L, 3 ml) y PSA (0.00245 mol/L, 15 ml) se disolvió en agua ultra pura, se mezcló y se dejó reposar en condiciones de oscuridad a 25°C durante 16 h antes de su uso. La concentración de la solución del radical ABTS (azul-verde) se ajustó con metanol (100%) a una absorbancia de 0.700 ± 0.02 y se midió a 734 nm, después se colocaron 50 &µl de cada muestra y 180 &µl de solución de ABTS en una placa de 96 pozos.

Las mezclas se incubaron en condiciones de oscuridad durante 6 min a temperatura ambiente y la absorbancia y se midió a 734 nm.

Los resultados se calcularon como la concentración de péptidos eficaces requeridas para inhibir un 50% (CE50) contra el radical DPPH o ABTS usando la siguiente ecuación: Concentración de péptidos Efectiva (% de inhibición) = 100-100 (Absorbancia muestra / Absorbancia control)

Actividad inhibitoria contra la enzima convertidora de angiotensina (ECA)

El efecto inhibidor de los péptidos de chía contra la ECA y que produce aumento en los latidos del corazón, se evalúo de acuerdo al protocolo reportado por Orona-Tamayo y col., [5]. Las muestras se concentraron hasta alcanzar un volumen de 50 &µl y se añadió 200 &µl de 0.1 mol/L de solución mezclada de fosfato de potasio [pH 8.3; 0.3 mol/L de NaCl; 0.005 mol/L HHL (hipurilhistidil-leucina)], para iniciar la reacción, se adicionaron 50 &µl de una solución de ECA y se incubo a 32°C por 30 min. La reacción se detuvo adicionando 200 &µl de HCl 1 mol/L.

El ácido hipúrico formado se extrajo con la adición de 1 ml de acetato de etilo este fue evaporado a 80°C durante 20 min, se adiciono 1 ml de agua ultra pura y se midió a 228 nm. La muestra blanco se preparó sin la adición de enzima y el control sin la adición de extractos. La inhibición de la ECA se calculó como la concentración de péptidos efectiva necesarios para una inhibición del 50% (CE50) utilizando la siguiente ecuación: Concentración eficaz de péptidos (% de inhibición) = [(Absorbancia Control - Absorbancia muestra) - (Absorbancia control - Absorbancia blanco)] x 100

Conclusiones

La concentración de globulinas es superior en ambas líneas, seguido por albúminas, glutelinas y prolaminas. Mientras que la electroforesis mostró que globulinas de ambas líneas presentan mayor patrón de bandeo que las otras fracciones proteicas.

Péptidos provenientes de glutelinas en ambas líneas mostraron la mejor actividad antioxidante contra los radicales ABTS, mientras que los provenientes de albúminas y harina mostraron la mejor inhibición contra radicales DPPH. Los péptidos provenientes de globulinas de ambas líneas presentan mejor capacidad antihipertensiva seguido de péptidos de albúminas, harinas, glutelinas y prolaminas.

 

 

Autor:

Eric Vivas Ocampo

 


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