2. Criterios de rechazo de muestras clínicas.

3. Muestras desaprobadas debido a su cuestionable información.
4. Prioridad de las muestras

1. Control de calidad del medio de cultivo.
2. Control de calidad de los discos de sensibilidad a los antibióticos.
3. Control de calidad de la lectura e interpretación.
4. Control de calidad de la sensibilidad a los antibióticos en los sistemas computarizados.

1. Control de calidad de equipos y materiales de trabajo.
2. Control de calidad de equipos computarizados.
3. Control de calidad de fórmulas lácteas y mamaderas.
4. Control de calidad del agua destilada.

1. Programa de Docencia
2. Evaluación del informe final
3. Control de calidad externo.
4. Certificación del Laboratorio de Microbiología.

• Las pruebas y los procedimientos.
• Verificación y validación del test.
• Manual de procedimientos.
• Mantenimiento de reportes y libros de registros.
• Evaluación del personal.
• Controles externos.

El programa evalúa y documenta el desempeño de todos los aspectos de un procedimiento. Esto incluye la calidad del espécimen, la eficiencia de los reactivos, medios e instrumentos y verifica los resultados del test por errores.

El Manual de Procedimientos del laboratorio de microbiología, debe contener todos los aspectos relevantes en la operación del laboratorio y la generación de reportes que tienen que ver con la salud de los pacientes.

El factor más importante en la generación de reportes microbiológicos de calidad corresponde al personal. El personal del laboratorio de microbiología debe ser escogido en base a sus cualidades académicas y personales. Debe poseer habilidad para ejecutar pruebas complejas, la mayoría de las veces manuales, interés en mantenerse al día en las ejecutorias y taxonomía bacteriana, excelente concepto de protección de grupo y de bioseguridad en general.

El control de calidad en resumen, es un elemento vital en el laboratorio, ya que ayuda en la confiabilidad de las pruebas, su reproducibilidad, asegura la calidad de los materiales, reactivos y equipos empleados, mejora la auto confianza del personal, detecta fallas que pueden reflejarse en el informe de resultados y en general provee un entorno de excelencia en todos los aspectos del trabajo.

Conociendo los elementos básicos que debe poseer un programa de control de calidad moderno, los albores de un nuevo milenio nos obligan a la confección de un Manual que pueda ser una guía para el personal dedicado a la microbiología clínica en el país, una disciplina de las Ciencias del Laboratorio en constante evolución que marcha a la par del progreso de la medicina moderna.

En atención a los inminentes cambios globales que traerán los años futuros, presentamos a la consideración de todos los colegas el siguiente Manual de Control de Calidad en Microbiología, el cual esperamos llene las expectativas y necesidades en nuestros laboratorios.

Lic. Eric Caballero J

E-Mail: ecaballe[arroba]sinfo.net

Octubre / 1999

Por ello todo el personal que tiene que ver con estas responsabilidades, debe comprender lo determinante que es el mantenimiento de la calidad de la muestra, en la evaluación e informe de un espécimen clínico. Es responsabilidad del laboratorio proveer ésta información en forma clara y que sea fácilmente incorporada en la metodología de trabajo de todas las salas de atención y hospitalización , el cual debe estar siempre accesible al personal de enfermería y médicos como una referencia.

Independientemente del hecho de que algunos tipos de muestras requieren metodologías de colección muy especiales, podemos enumerar algunos aspectos generales que deben ser tenidos en cuenta al coleccionar las muestras clínicas:

• La muestra debe ser representativa del proceso infeccioso.
• Cuando se va a proceder a tomar un espécimen clínico, es importante evitar la contaminación con microorganismos saprofitos del área. Esta flora normal puede interferir con la interpretación del cultivo y enmascarar la presencia del verdadero agente etiológico de la enfermedad.
• Seleccione el tipo anatómico correcto donde se obtendrá el espécimen, y utilice la técnica apropiada y los instrumentos o elementos adecuados para su obtención.
• En el caso de investigar microorganismos anaeróbicos, la biopsia y el aspirado con aguja, son las muestras de elección. Los hisopos y sistemas tipo Culturette son los menos deseables para este fin.

• Coleccione un apropiado volumen de muestra.

• Identifique cada muestra con el nombre del paciente, número de identificación personal ( Número de seguro social o Cédula de identidad personal ), procedencia, tipo de muestra, fecha de colección e iniciales del funcionario que tomó la muestra.
• Coloque la muestra en un receptáculo adecuado para su transporte con el fin de asegurar la sobrevivencia del posible agente infeccioso, evitar derrame del espécimen y mantener las medidas de bioseguridad apropiadas.
• Ordene siempre un frotis por gram para los especímenes que proceden de cavidades asépticas, y anote su interés en determinado microorganismo.

• Desinfecte el tapón de caucho del frasco de hemocultivos con alcohol etílico al 70%. No utilice solución de yodo para limpiar el caucho.
• Asépticamente desinfecte el sitio de la venopunción con alcohol etílico al 70% y luego con una preparación de yodo en círculos concéntricos hacia fuera del sitio elegido. Espere que el yodo seque y realice la punción sin palpar de nuevo.
• Coleccione la muestra de sangre a razón de 0.5 – 2 ml para niños y 5-10 ml para adultos en cada frasco. El volumen de sangre a cultivar es el factor más importante en la recuperación del microorganismo.
• Cada frasco debe ser servido con una punción diferente en diferentes tiempos, a menos que utilice a la vez frascos para organismos aeróbicos y anaeróbicos. Nunca llenar todos los frascos con sangre provenientes de una sola punción.
• No tomar sangre del catéter, a menos que se esté realizando un estudio epidemiológico.

1. QUEMADURAS :

• Limpiar y desbridar la superficie de la quemadura antes de proceder a coleccionar la muestra.
• Una pequeña cantidad de tejido puede ser apropiada para el cultivo.
• Si hay supuración utilice un Culturette.
• Solicite cultivo aerobio solamente.

• Limpie la piel alrededor del catéter con alcohol etílico al 70%.
• Asépticamente remueva el catéter y corte 5 cm de la punta distal y colóquela en un tubo o envase estéril sin medio de cultivo.
• Transporte inmediatamente al laboratorio para prevenir la desecación.
• Catéteres i.v aceptables para cultivos semicuantitativos son:

1. LIQUIDO CEFALORRAQUIDEO :

• Asépticamente desinfecte con tintura de yodo al 2%.
• Inserte una aguja con estilete en el inter espacio L3-L4, L4-L5 ( niños )

• Mida la presión del líquido.
• Coleccione de 1 – 3 ml de LCR en 4 tubos estériles previamente rotulados.
• Ordene en los tubos: Química, celularidad, frotis, cultivo, aglutinaciones.
• Si no logra obtener suficiente líquido, envíe lo colectado al laboratorio de microbiología primero.
• Envíe inmediatamente al laboratorio.
• Nunca refrigere el líquido cefalorraquídeo.
• En la requisición con los datos del paciente indique la edad y si ha habido antibioterapia previa.

• Limpie la superficie con agua jabonosa y solución salina estéril.
• Tome una muestra de biopsia de tejido o un aspirado con jeringuilla de la lesión.
• Un hisopo no es la mejor escogencia para colectar la muestra, sin embargo, cuando no es posible de otra forma, presione vigorosamente el palillo en la base de la lesión para tomar la muestra.

1. OIDO :

• La timpanocentesis está reservada para casos complicados, recurrentes, que no responden a la antibioterapia y otitis media crónica.
• El espécimen de escogencia es un aspirado del tímpano, ya que éste fluido representa el proceso infeccioso, no así la flora del canal externo del oído.
• El hisopo no es recomendado para la colección de muestra para diagnosticar otitis media, ya que puede contaminarse con la flora externa. Solo en caso de ruptura del tímpano, se puede usar el hisopo para recoger el líquido.

• Indique en la orden médica si se trata de secreción de oído interno, o externo o líquido de timpanocentesis.
• No refrigere la muestra.
• No solicite cultivo por anaerobios.
• Transporte la muestra rápidamente al laboratorio.

1. OJOS :

• Tome muestra de cada ojo con diferentes hisopos previamente humedecidos con solución salina estéril, rotando el algodón por la superficie de la conjuntiva.

• Indique en la muestra , en los medios enviados y en la orden médica, si es ojo derecho o izquierdo en cada caso.
• Inocule directamente en medios de agar chocolate, agar sangre, sabouraud-dextrosa agar y tioglicolato.
• Utilice otro hisopo para colectar muestra para frotis , el cual debe ser inmediatamente colocado en la placa.
• En el caso de raspado corneal, el método es el mismo, solo que se utiliza una lanceta o aguja estéril para realizar el raspado de la lesión y se adiciona una placa para frotis por KOH.
• No utilice el término " ojo " o " ocular " para identificar la muestra. Sea más específico al describirla: Secreción conjuntival, secreción corneal, secreción acuosa o vítrea, etc.

1. HECES :

• Coloque la muestra dentro de un envase limpio, con cierre hermético y no necesariamente estéril. No solicite frotis por gram.
• No cultive si la muestra es dura o bien formada.
• No se recomienda el uso de Culturette, salvo para infantes y pacientes con diarrea activa. Si lo utiliza, recolecte mas de 2 g de muestra.
• Para estudios por Rotavirus y Clostridium difficile, envíe solo muestra diarreica, y no utilice hisopo.

1. LIQUIDOS CORPORALES : LIQUIDO PERITONEAL, ASCITICO, BILIS, SINOVIAL, PERITONEAL, PERICARDICO, PLEURAL Y TORACICO :

• Desinfecte el área con tintura de yodo al 2%.
• Obtenga la muestra vía aspiración con aguja percutanea o cirugía.
• Transporte inmediatamente al laboratorio.
• Puede enviar la muestra para cultivo inoculándola en una botella para hemocultivos. Anótelo en el rótulo.
• Siempre envíe una apropiada cantidad de líquido, dependiendo de las pruebas que requiera.
• Nunca envíe la muestra en hisopo.

1. LIQUIDO AMNIÓTICO:

• Coleccione por aspirado vía amniocentesis, cesárea o catéter intrauterino.
• La aspiración de la secreción vaginal no es aceptable debido a contaminación por la flora vaginal normal.
• Puede enviar en un tubo estéril o en un sistema de transporte para anaerobios.

1. SECRECION DE GLANDULA DE BARTHOLINO :

• Limpie los genitales externos con agua y jabón y descarte el exceso de secreción.
• Pus del absceso de la glándula puede ser colectado por palpación digital del ducto. Solicite frotis y cultivo por Gonococos.
• Aspire el líquido del ducto preferiblemente con aguja y jeringuilla.
• Puede utilizar un sistema de transporte para anaerobios.

1. CERVICAL O ENDOCERVICAL :

• Visualice el cérvix utilizando un especulo sin lubricante. Limpie el excedente de secreción.
• Remueva la mucosa y secreción del canal con un hisopo y descártelo.
• Con un nuevo hisopo estéril de alginato de calcio, dacrón o algodón no tóxico, obtenga muestra del canal endocervical.
• Preferiblemente inocule la muestra en un plato de Thayer-Martin y el resto envíelo al laboratorio.
• Con otro hisopo coleccione muestra para colocarla en una placa para frotis.
• Un cultivo anal puede ser colectado para acompañar la muestra cervical cuando se sospecha N.gonorrhoeae, ya que el recto podría ser el único sitio positivo

• No refrigere la muestra. Envíe pronto al laboratorio de microbiología.

1. VAGINAL :

• El cultivo rutinario de secreción vaginal no es apropiado debido a la presencia de alto número de microorganismos saprofitos en el área que hacen difícil la interpretación del cultivo.
• Descarte el exceso de secreciones externas
• Obtenga la secreción de la mucosa vaginal con un palillo estéril no tóxico o con una pipeta.
• Con otro palillo obtenga una muestra y colóquela en una placa para frotis directo. Esta placa puede servir también para confirmar vaginosis bacteriana, candidiasis vaginal o Tricomoniasis.
• No solicite cultivo por anaerobios.

1. SECRECION URETRAL DAMAS :

• Colecte la muestra al menos 1 hora después que el paciente a orinado.
• Remueva el exudado del orificio uretral.
• Colecte la descarga de material en un hisopo no tóxico por masaje de la uretra.
• Si no hay descarga, lave la uretra externa con jabón Betadine y enjuague con agua. Inserte un hisopo 2 a 4 cm dentro de la uretra y rote el palillo.
• Envíe la muestra rápidamente al laboratorio.

1. SECRECION PROSTATICA:

• Colecte la muestra al menos 1 hora después que el paciente a orinado.
• Limpie el meato urinario con jabón antiséptico y agua.
• Proceda a masajear la próstata a través del recto.
• Coleccione el fluido en un hisopo estéril y no tóxico o en un tubo estéril.
• También es muy útil para recuperar gonococos el cultivo de orina después del masaje prostático.

1. SECRECION URETRAL VARONES :

• Colecte la muestra al menos 1 hora después que el paciente ha orinado.
• Inserte un hisopo urogenital 2-4 cm dentro del lumen de la uretra.

• Preferiblemente inocule directamente en un medio de Thayer-Martin.
• Utilice otro hisopo para tomar muestra para el frotis directo.

• No refrigere la muestra.
• Envíe rápidamente al laboratorio. Solicite antígenos por Chlamydia y cultivo por Mycoplasma.
• No solicite cultivo por anaerobios.

1. NASAL :

• Inserte un hisopo humedecido con solución salina estéril +/- 2 cm dentro de la fosa nasal.
• Rote el hisopo contra la mucosa nasal. Colóquelo en un medio de transporte.
• Envíe al laboratorio
• El cultivo de la fosa nasal anterior, solo está reservado para la detección de portadores de Staphylococcus aureus y/o Estreptococos betahemolíticos o en caso de lesión.
• No refrigere la muestra.
• El cultivo nasal no predice el agente etiológico de infecciones en oído medio o el tracto respiratorio inferior.
• No cultive por anaerobios.

1. NASOFARINGEO:

• La muestra debe ser tomada evitando la contaminación con la flora nasal u oral.
• Lentamente inserte un hisopo de alginato de calcio dentro de la nasofaringe posterior, vía fosas nasales. Puede usar un especulo nasal.
• Rote lentamente el hisopo para absorber secreción.
• Inocule en medios de agar sangre y agar chocolate en el sitio o envíe al laboratorio.
• La muestra nasofaríngea es muy útil para detectar portadores de Meningococos o en caso de sospecha de tos ferina.
• El cultivo rutinario de la nasofaringe no es recomendado.

1. FARINGE :

• Utilizando un depresor lingual presione la lengua hacia abajo para observar los pilares de la faringe y el área tonsilar para localizar el área de inflamación y exudado.
• Utilizando un hisopo de alginato de calcio o de Dacrón, rote el mismo sobre el área de exudado, las tonsilas y faringe posterior.

• Envíe al laboratorio.
• Si el transporte demora, refrigere el Culturette hasta por 1 hora.
• No solicite frotis directo de faringe.
• Indique si requiere cultivo o prueba directa de detección de antígenos.
• Indique si hay sospecha de otro patógeno diferente a Estreptococos betahemolíticos ( Ejemplo N. Gonorrhoeae ).
• El cultivo de faringe está contraindicado en pacientes con epiglotis inflamada.

1. ESPUTO POR EXPECTORACION :

• El esputo podría no ser la muestra apropiada para determinar el agente etiológico de neumonía bacteriana. La sangre, el lavado bronquial o el aspirado transtraqueal son mas seguros.
• Es recomendable que la muestra sea tomada en la mañana al levantarse.
• Haga que el paciente se enjuague la boca con agua antes de expectorar, para remover la flora superficial oral.
• Si el paciente tiene dentadura postiza, se la debe quitar.
• Instruya al paciente para que tosa con fuerza y profundo, tal que obtenga un esputo que provenga del tracto respiratorio inferior. Explíquele que es el esputo.
• Depositarlo directamente en un envase estéril. No colecte saliva ni fluido post-nasal. Ordene un frotis por gram para confirmar la validez del esputo.
• Para pacientes pediátricos que no pueden producir la muestra apropiada, un terapista respiratorio puede colectar la muestra por succión.
• Si la muestra no puede ser llevada al laboratorio, puede refrigerarse.
• Indique en la orden médica los microorganismos de interés, ya sea por bacterias, hongos o micobacterias, cada una con un formulario diferente.
• Para el diagnóstico de la tuberculosis colecte 2 muestras en días consecutivos.

1. ESPUTO INDUCIDO :

• Haga que el paciente se enjuague la boca con agua.
• Con ayuda de un nebulizador, haga que el paciente inhale aerosoles de una solución salina estéril al 3-10%.
• Colecte el esputo inducido en un envase estéril.

1. ASPIRADO TRAQUEAL :

• Colecte el espécimen a través de una traqueotomía o tubo endotraqueal.
• Con cuidado pase el catéter de polyetileno a través del sitio dentro de la tráquea.
• Aspire el material de la tráquea utilizando una jeringuilla o un succionador intermitente.
• Remueva el catéter y descarte la jeringuilla.
• Envíe al laboratorio.
• No refrigere la muestra.

1. ASPIRADO TRANSTRAQUEAL :

• Utilice este método cuando su resultado puede influir grandemente en la terapia, cuando los procedimientos no invasivos no han sido productivos, cuando la infección no está siendo controlada, cuando se sospeche infección por anaerobios o cuando el paciente está comatoso.
• Anestesie la piel del sitio de la colección y prepare asépticamente el área.
• Inserte una aguja calibre 14 a través de la membrana cricotiroidea.
• Pase un catéter de polyetileno calibre 16 a través de la aguja hacia la tráquea inferior. Remueva la aguja.
• Aspire la secreción con una jeringuilla de 20 ml o un succionador.
• Si la secreción es escasa, inyecte lentamente de 2 a 4 ml de solución salina estéril para inducir la tos, lo que usualmente produce un adecuado espécimen.
• Envíe el envase colector con el tubo incrustado al laboratorio prontamente.
• Evite la entrada de aire al envase colector.
• No refrigere la muestra.

1. MUESTRA POR BRONCOSCOPIA :

• Colecte el espécimen vía broncoscopio.
• El cepillado bronquial es preferido al lavado, ya que el lavado es más diluido.
• Anestesie el área con Lidocaina tópica al 2% preferiblemente.
• Haga que el paciente inhale por la boca y exhale por la nariz.
• Lubrique ambas fosas nasales con Xylocaina en jalea.
• El paciente pudiera necesitar Demerol intravenoso para tolerar el broncoscopio.
• Lubrique el broncoscopio con Xylocaina al 2% en jalea, evitando tocar la punta distal.
• Introduzca el broncoscopio intranasalmente.
• PARA LAVADO BRONQUIAL
• Sujete una trampa de Lukens al broncoscopio.
• Introduzca 10 ml de solución salina no bacteriostática a través del canal abierto.
• Succione el material desde afuera.
• Selle el tubo de la trampa y envíe al laboratorio.
• PARA CEPILLADO BRONQUIAL
• Utilice un broncoscopio de doble lumen.
• Inserte la brocha citológica dentro del canal abierto del broncoscopio y avance.
• Empuje la brocha fuera de su protector y realice el cepillado.
• Jale la brocha hacia dentro de su protector y remueva la unidad de brocha completa.
• Coloque la brocha dentro del tubo de transporte conteniendo solución salina o

• Recuerde que la brocha se seca al aire rápidamente, lo cual es negativo para el cultivo
• Envíe al laboratorio inmediatamente.
• Si desea estudio por micobacterias, puede colocar la brocha dentro de un tubo conteniendo 10 ml de caldo de Middlebrook 7H9.
• PARA LAVADO BRONQUIO-ALVEOLAR ( BAL ) :
• Sujete una trampa de espécimen de 70 ml al broncoscopio.
• Introduzca 100 ml de salina no bacteriostática a través del canal en pociones de 20 ml.
• Después de la tercera o cuarta inyección de salina, reemplace la trampa de 70 ml por una de 40 ml..
• Envíe las trampas al laboratorio ó 10 ml de líquido de cada una en tubos estériles.

1. ORINA POR VACIADO DIRECTO :

• Se recomienda recoger la primera orina de la mañana al despertar.
• Lave los genitales con jabón y abundante agua. Secar con un paño limpio.
• Dejar escapar la primera porción de orina y a continuación recoger la muestra directamente en un envase estéril.
• Enviar inmediatamente al laboratorio. Si no se puede, refrigerar la orina hasta por 2 horas.
• No utilizar orina de receptáculos.
• NO utilizar orina de pool de 24 horas .
• No solicitar cultivo por anaerobios.
• El frotis directo por Gram de orina de mujeres recolectadas por vaciado directo, no es del todo confiable, ya puede estar contaminado por microorganismos de la flora normal vaginal.

1. ORINA POR CATETERIZACION :

• Limpie la porción del cateter donde se va a tomar la muestra de orina con alcohol etílico al 70 %.
• Inserte la aguja dentro del cateter y colecte la orina dentro de la jeringuilla.
• Transfiera la orina a un envase estéril.
• Enviar inmediatamente al laboratorio. En caso contrario refrigerar la orina.
• La colección de la orina por cateterización uretral tiene algún riesgo de forzar hacia la vejiga, parte de la flora normal uretral durante la inserción del catéter.
• Nunca recoja orina de la bolsa del catéter.
• No desconecte el catéter de su bolsa durante la colección de la muestra.
• Paciente con catéter por 48h – 72h pueden ser colonizados con múltiples cepas bacterianas.
• Indique en la orden médica si la orina ha sido colectada por catéter.

1. ORINA POR ASPIRACION SUPRAPUBICA :

• Mediante técnicas asépticas descontamine y anestesie el área de la punción.
• Introduzca la aguja calibre 22 dentro de la vejiga entre el pubis y el ombligo.
• Aspire alrededor de 20 ml de la vejiga y transfiera la orina asépticamente a un envase estéril o tape la aguja y envíe la jeringuilla.
• Enviar inmediatamente al laboratorio, o refrigerar.
• Esta técnica evita la contaminación de la orina por microorganismos de la uretra o perianales.
• Es útil cuando se sospecha infección por anaerobios, en pacientes pediátricos si hay problema en la colección de la orina, pacientes con trauma en la médula espinal y en general en aquellos en que el método del vaciado directo o cateterización no ha sido posible.
• Indique en la orden médica cuando la orina ha sido colectada por punción suprapúbica.

1. La mayoría de las especies bacterianas son vulnerables a demoras en

1. Todas las muestras deben ser enviadas inmediatamente al laboratorio después de colectadas. Se debe instruir al personal médico, de enfermería y mensajeros en la importancia de un transporte expedito de las muestras clínicas.
2. En los casos en que el transporte o el procesamiento pudieran demorar, se establecen a continuación las condiciones de temperatura para algunos tipos de muestras:

• MANTENIMIENTO A 4 °C :

• MANTENIMIENTO A TEMPERATURA AMBIENTE :

1. En general no guarde una muestra por mas de 24h bajo ninguna condición.

Sin embargo, los virus permanecen estables por 2 a 3 días en medios de

transporte apropiados.

2. El transporte óptimo de la muestra depende en gran parte del volumen obtenido. Mientras menor sea su volumen, con mayor rapidez debe transportarse.
3. Microorganismos sensitivos a las condiciones ambientales, como

N. meningitidis, N. gonorrhoeae y H. influenzae se recomienda sembrar

directamente en platos en el sitio de colección de la muestra.

4. Si se anticipa que habrá demora en el envío de la muestra o si el cultivo ha de ser enviado a otro laboratorio, se recomienda utilizar medios de transporte adecuados como Stuart, Amies o Cary-Blair. No enviar hisopos.

Tenga en cuenta que los medios de transporte están formulados para mantener la viabilidad de los microorganismos, sin embargo, algunos podrían no sobrevivir en un medio pobre en elementos nutricionales específicos.

5. Siempre que sea posible, las muestras deben ser enviadas directamente y en forma inmediata al laboratorio de microbiología, sin utilizar las áreas de recibo central u otros departamentos del laboratorio.

El personal del laboratorio debe tener siempre presente que los especímenes clínicos que son enviados para su evaluación, representan elementos de suma importancia en la detección, evaluación y control de enfermedades potencialmente peligrosas que aquejan al paciente y que la rapidez y eficiencia con que se logre obtener información de utilidad clínica de las mismas, tendrá repercusiones directas en la salud del paciente, el manejo racional y adecuado de los recursos del laboratorio, la seguridad del resto de los pacientes y el personal que allí labora, el control de los antibióticos, el tiempo de hospitalización, disminución de costos de operaciones y en general la credibilidad del laboratorio y el hospital en general.

Por todo lo anterior las muestras que son recibidas por el laboratorio, deben ser apropiadamente colectadas, transportadas y procesadas. Estas muestras deben representar la causa probable de infección, de lo contrario el procesamiento y reporte de muestras no adecuadas puede proveer información equivocada, lo cual puede llevar a un mal diagnóstico y por consiguiente fallas en el tratamiento que pueden poner en peligro la vida del paciente.

Consecuentemente, el laboratorio debe poner en ejecución una política estricta de aceptabilidad y rechazo de muestras clínicas.

1. Muestras no rotuladas o sin identificación.
2. Discrepancia en la identificación del paciente y la muestra.
3. Envase inapropiado o medio de transporte inadecuado.
4. Demora prolongada en enviar la muestra al laboratorio.
5. Duplicación de muestra del mismo paciente dentro de 24h,

excepto sangre.

6. No indicar tipo de muestra o procedencia.
7. No indicar tipo de examen en la orden.
8. Muestra con preservativos.
9. Muestra derramada o rotura del envase.
10. Hisopos secos.
11. Un solo Culturette con múltiples ordenes.
12. Muestra para anaerobios en envase inapropiado.
13. Cultivo por anaerobios de muestras con flora anaeróbica normal.
14. Frotis de Gram por N. gonorrhoeae de muestras de cérvix, vagina y cripta anal, ya que pueden haber Neisserias saprófitas en el área.
15. Cultivo por anaerobios de orina colectada por vaciado directo.
16. Orina colectada de la bolsa del catéter.
17. Saliva.
18. Frotis directo por Gram de hisopos.
19. Volumen inadecuado.
20. Contaminación obvia de la muestra.

Todas las muestras deben ser procesadas lo más rápidamente posible al llegar al laboratorio. Sin embargo, su manejo puede ser clasificado de la siguiente manera, independientemente de su orden .

• Sangre.
• LCR. ( Su estudio tiene Prioridad sobre cualquier otra muestra o trabajo ).
• Aspirado Transtraqueal
• Líquido pericardico.
• Líquido amniótico.
• Tracto respiratorio inferior.
• Muestras quirúrgicas de la sala de CIC.
• Líquido articular ( Artritis séptica ).
• Biopsia de Pulmón.

Nota: Cuando éstas muestras se encuentran rotuladas con la advertencia "Stat" o

" Urgente", los resultados deben ser informados telefónicamente al médico solicitante.

• Boca.
• Líquido pleural.
• Quemaduras.
• Ocular.
• Orina.
• Genitales
• Muestras quirúrgicas.
• Líquido peritoneal.

• Líquido ascítico.
• Bilis.
• Líquido articular ( No artritis ).
• Líquidos intravenosos.
• Genitales
• Nasal.
• Oído.
• Nasofaríngeo.
• Rectal.
• Ulceras, vesículas.
• Piel.
• Post Mortem.

Si no se dispone de autoclave, es posible esterilizar en marmita de

vapor a 100 °C por 30 minutos. En tal caso la esterilización debe

repetirse durante 3 días consecutivos.

5) El medio esterilizado debe ser enfriado a 45°-60°C en un baño maría, para

evitar la formación de agua de condensación. Al ser vertidos en las placas Petri,

evitar la formación de burbujas y coágulos. Durante el proceso de servida, debe

tomarse una muestra del medio para realizar el control de calidad por esterilidad

y eficiencia.

6. El medio de cultivo reconstituido tiene una vida útil limitada. Si no se emplea

de inmediato, debe almacenarse bajo condiciones apropiadas para garantizar su

utilidad durante un periodo de tiempo.

El almacenamiento a 4°C es el mejor para la mayoría de los medios.

Sin embargo, aquellos que contienen Tioglicolato, deben guardarse a

temperatura ambiente.

7. Los medios deben mantenerse preferiblemente en sitios oscuros, ya que la luz puede afectar algunos de sus componentes. Para evitar la desecación se aconseja que se guarden en bolsas plásticas bien cerradas. Los platos Petri almacenados así, deben mantenerse con el fondo hacia arriba.
8. Dado que los medios almacenados en refrigeración, cuando pasan a temperatura ambiente tienden a formar agua de condensación en la superficie, se recomienda poner los platos Petri en la incubadora a 35°C por 2 horas, colocándolos con el fondo hacia arriba para obtener una superficie seca. Esto es particularmente importante para que el agua no afecte la individualidad de las colonias en el

aislamiento o en los casos de pruebas de sensibilidad a los antibióticos en los

que el exceso de agua puede afectar la dilución de las colonias y por ende la

lectura del halo de inhibición.

9. Cada lote preparado de medio de cultivo se prueba antes de su uso rutinario, por

eficiencia o calidad, mediante la inoculación de microorganismos cuyo

comportamiento conocemos, tanto para reacciones positivas como negativas.

Puede utilizarse para ello cepas bacterianas domésticas o cepas control

comerciales ( ATCC ).

Se debe guardar un libro de registro de los resultados obtenidos.

10. Evite el congelamiento de los medios preparados o la sangre de carnero.
11. Al colocar en la refrigeradora los medios preparados, debe colocar los de más reciente preparación al fondo y los mas viejos adelante.
12. Rotular todos los medios preparados, tanto en platos Petri como en tubos, indicando además, la fecha de preparación y expiración.

1. Ph
2. Esterilidad
3. Capacidad de crecimiento y reacción
4. Estabilidad

1. Rajadura del plato o envase.
2. Rajadura en la superficie del medio.
3. Variaciones en el volumen del medio.
4. Hemólisis.
5. Cristales en el medio.
6. Presencia de burbujas.
7. Presencia de coágulos.
8. Cambio de color normal.
9. Contaminación.
10. Falla en la inhibición de microorganismos saprófitos.

• Medir el Ph por encima de los 25°C.
• Sobrecalentamiento en la esterilización, vuelta a fundir o calentamiento prolongado a 50°C.
• Solución incompleta del medio.
• Mala calidad del agua.
• Recipiente mal lavado o con residuos químicos.
• Mala conservación del medio deshidratado o vencido.

1. Turbidéz o precipitación :

• Mala calidad del agua.
• Sobrecalentamiento.
• Ph incorrecto.
• Solución incompleta.

1. Oscurecimiento :

• Sobrecalentamiento.
• Solución incompleta.
• Alteración del Ph.

1. Gel blando :

• Bajo porcentaje de agar en el medio.
• Errores en la pesada del medio deshidratado o en los suplementos.
• Sobrecalentamiento.
• Mala homogenización del medio.
• Exceso de agua.

1. Crecimiento bacteriano pobre :

• Exceso de calentamiento.
• Substancias inhibidoras en el agua o en el recipiente.
• Alteración en el Ph.

TSI E. coli ácido/ácido

TSI Shigella flexnerii alcalino/ácido

TSI Pseudomona aeruginosa alcalino/alcalino

SIM Proteus mirabilis movilidad positiva

SIM K. pneumoniae movilidad negativa

Citrato de Simmons K.pneumoniae color azul. Crece

Citrato de Simmons E. coli color verde. No crece.

Caldo de urea Proteus mirabilis Rojo-Morado. Positivo.

Caldo de urea E. coli color Naranja. Negativo.

Agar sangre Estr.Betahem.Grupo B Crece. Betahemólisis.

Agar sangre S. pneumoniae Crece. Alfahemólisis.

Agar sangre K.pneumoniae Crece. No hemolítico.

McConkey E. coli Crece. Colonias moradas.

McConkey Proteus sp Crece. Colonias claras.

McConkey Estafilococos No crece.

McConkey Sorbitol E.coli 0157:H7 Colonias claras. Sorbitol negativo

McConkey Sorbitol Proteus sp Colonias claras. Sorbitol negativo

McConkey Sorbitol Klebsiella sp Colonias rosadas. Sorbitol positivo

EMB E. coli Brillo metálico

EMB Proteus sp colonias Claras

Manitol Sal Estafilococos Colonias amarillas

Manitol Sal E. coli No crece.

SS agar Salmonella sp Crece. Colonias claras con H2S

SS agar E. coli No crece.

Agar alcohol-fenil etílico Estafilococos Crece.

Agar alcohol-fenil etílico E. coli No crece.

Thayer-Martin N. gonorrhoeae Crece.

Thayer-Martin E. coli No crece.

OF – medio E. coli Amarillo ambos tubos. Fermentador

OF – medio Pseudomona sp Un tubo amarillo. Oxidativo

OF – medio Moraxella sp Ningún tubo amarillo. Inerte

Lysina decarboxylasa Citrobacter freundii alcalino/ácido H2S +

Lysina decarboxylasa Proteus vulgaris Rojo/ácido H2S -

Lysina decarboxylasa Salmonella arizonae Alcalino/alcalino H2S +

Bili-Esculina Streptococcus mitis Incoloro

Bili-Esculina Enterococcus faecalis Negro

Caldo Malonato Klebsiella pneumoniae Azul

Caldo Malonato E. coli No cambia el color

NaCl 6.5% Streptococcus mitis No crece

NaCl 6.5% Enterococcus faecalis Crece

Sabouraud-Dextrosa agar Levaduras Crece

Sabouraud-Dextrosa agar Dermatofitos Crece

Sabouraud-Dextrosa agar Estafilococos Crece

Mycosel agar Levaduras Crece

Tioglicolato Flora mixta Crece

Selenita Flora mixta Crece en menos de 24h

Caldo Cerebro-Corazón Flora mixta Crece

1. Es importante tener en cuenta que los suplementos de los medios de cultivo,

pudieran confrontar problemas de eficiencia o inhibición, ya que como todo

producto pudiera no haber sido almacenado y/o transportado adecuadamente.

Solo el uso rutinario de los medios de cultivo preparados con éstos

suplementos, pudieran darnos la alarma de problemas en los mismos.

2. Muchos suplementos son lábiles al calor, por ello se añaden al medio después

de la esterilización para evitar su deterioro.

3. Los medios preparados con la mezcla inhibidora VCN , deben ser utilizados

dentro de los 8 días siguientes a su preparación ya que la eficacia de la mezcla

decrece muy rápidamente. La misma advertencia es aplicable a los frascos de

VCN rehidratados, por lo que conviene guardarlos congelados si no se va a

usar de inmediato. No sobrepasar los 15 días.

4. En el caso de la sangre de carnero para la preparación del agar sangre, es

La clasificación correcta de las bacterias de acuerdo a las reacciones bioquímicas, dependen de la pureza, reactividad y estabilidad de los reactivos. La concentración de las soluciones por efecto de la evaporación de los solventes o las variaciones introducidas en los métodos recomendados, puede afectar los resultados de modo adverso. Este es el caso de las tinciones para diferenciar bacterias por su reacción al Gram y la morfología bacteriana, tintes para cápsulas, esporas, etc.

El control de calidad de éstos tintes debe realizarse primero con cada nuevo lote preparado; luego basta con un control cada semana para mantener un grado de seguridad apropiado en su uso.

En el caso de la tinción de Gram, sin lugar a dudas una de las herramientas más importantes del microbiólogo, se recomienda tener especial cuidado con la mezcla de alcohol-acetona para decolorar la placa. Es posiblemente éste reactivo el que produce mayores problemas ya sea por decoloración excesiva o por débil decoloración de los microorganismos. Es también la etapa de la tinción de Gram en la que el tiempo de exposición es más determinante.

Para facilitar el control de los tintes, se recomienda preparar placas con microorganismos aislados en el trabajo rutinario, utilizando cepas frescas, tomando en cuenta aquellos que pudieran ser más útiles según la tinción a evaluar.

Algunos ejemplos son :

Gram Estafilococo sp Morado. Gram-Positivo.

Gram E. coli Rosado. Gram-Negativo.

Gram Mezcla de ambos Mezcla de ambas colores.

Zielh-Neelsen Mycobacterium sp Rosadas. BAAR positivo

Zielh-Neelsen E. coli Azul. BAAR negativas.

Kellung S. pneumoniae Detección de cápsula positiva

Kellung E. coli Detección de cápsula negativa

Verde malaquita Clostridium sp Espora de color verde.

Resto de la célula rosada.

Verde malaquita E. coli Célula completa rosada.

1. El Violeta Cristal tiende a hacer precipitación, lo cual puede ser causa de observación de estructuras ficticias en el frotis. Si se observa precipitación, proceda a filtrar el tinte.
2. La evaporación puede ser causa de mal funcionamiento de los tintes.
3. Las placas que no han sido previamente limpiadas o con restos de grasa, pueden ser causa de mala fijación y tinción de la muestra .
4. Sobrecalentamiento de la placa durante la fijación. El exceso de calor provoca un daño físico en la pared celular de las bacterias que puede afectar la retención de los colorantes.
5. Lavado muy fuerte de la placa durante la tinción.
6. Proporción no adecuada de los componentes de la tinción.
7. Algunos tintes como Safranina y Fucsina básica pueden contaminarse. Si se sospecha esto , cultive 1 ml en Tioglicolato, o descarte el tinte.
8. La tinción de Zielh-Neelsen tiene sus limitaciones en cuanto a no ser específica para micobacterias y su baja sensibilidad, ya que el nivel de detección es de 5,000 a 10,000 bacilos por mililitro de esputo. Esto debe ser tenido en cuenta al evaluar una placa.
9. Una Cepa Control positiva, debe ser teñida cada vez que un nuevo lote de tintes para Zielh-Neelsen es preparado y cuando se reciba un nuevo pedido de tintes y reactivos. Se puede utilizar la cepa de Mycobacterium tuberculosis ATCC 25177 como control positivo.

1. CONTROL DE CALIDAD DE ANTISUEROS :

El mundo de la microbiología ha sido inundado cada vez más por productos comerciales hechos con el objetivo de detectar agentes etiológicos de enfermedades en el menor tiempo posible, con el mayor grado de especificidad , sensibilidad y algunos de ellos con la intención de eliminar el cultivo bacteriano como única forma diagnóstica. Estos sistemas actúan algunos con solo la muestra del paciente y otros requieren de la cepa aislada o detectan sus metabolitos. Estos sistemas se han convertido en un arma imprescindible para el microbiólogo y en muchos casos dan confianza en la seguridad del diagnóstico y en otras se utilizan en la detección de microorganismos difíciles de cultivar.

Estos productos para la detección directa del espécimen o la cepa bacteriana, son considerados exámenes bacterianos y no test serológicos. En forma general éstos kit deben ser probados cada vez que se recibe un nuevo lote y cada vez que se utilicen, se le deben correr sus controles positivo y negativo que vienen con cada kit.

1. Los sistemas son para uso exclusivo de diagnóstico in vitro.
2. Conservar todos los reactivos en refrigeración.
3. Anotar la fecha en que se abre el kit.
4. No congelar los reactivos.
5. No utilizar los reactivos si se sospecha deterioro de los mismos, tales como si se observa cambio de color, autoaglutinación en el envase, no producen la reacción esperada con los controles respectivos, reactivos contaminados o con signos de evaporación.
6. El personal de laboratorio calificado, debe utilizar las técnicas asépticas y las precauciones habituales para protegerse de los agentes infecciosos.
7. Nunca pipetear con la boca las muestras y/o los reactivos.
8. No utilizar reactivos de lotes diferentes.
9. No utilizar los reactivos después de la fecha de caducidad.
10. Después de sacar los reactivos de la refrigeradora, dejarlos a temperatura ambiente antes de utilizar.
11. Todos los productos inoculados deben ser considerados como potencialmente infecciosos.
12. No volver a utilizar las tarjetas desechables , después de haber sido utilizadas.
13. Algunas pruebas deben estar precedidas por su apropiado cultivo, aislamiento y pruebas bioquímicas preliminares, antes de realizar métodos serológicos y una identificación final.
14. Al terminar la prueba, todo el material sucio y productos inoculados deben ser sometidos a esterilización por autoclave, incinerados o sumergidos en un desinfectante germicida adecuado, antes de su eliminación.
15. La interpretación de los resultados debe ser hecha por personal calificado, que tomará en cuenta el contexto clínico, el origen de la muestra, los aspectos macro y microscópico y su experiencia.
16. Aglutinación por Antígenos de Estreptococos :

• Un test positivo está indicado por la aparición de una aglutinación nítida de látex en 2 minutos en un círculo, lo cual permite la identificación de grupo.
• No tomar en cuenta las aglutinaciones débiles que pudieran aparecer en otros círculos.
• Una aglutinación intensa en varias suspensiones de látex, representa una mezcla de grupos o una cepa autoaglutinable. Volver a hacer el aislamiento de la colonia y el test de látex.
• Una vez a la semana verificar la reactividad de las suspensiones bacterianas. Para ello seguir las indicaciones del fabricante y reemplazar la cepa a analizar , por el control positivo. Debe aparecer una aglutinación en cada suspensión látex.
• También la especificidad del test se puede analizar utilizando cepas control como el Streptococcus pyogenes ATCC 19615 ó seguir la técnica sin emulsionar colonias en la enzima de extracción, o mezclar los reactivos de látex con una gota de NaCl 0.15 mol/l. No debe aparecer aglutinación en las suspensiones de látex.
• Pueden aparecer resultados falsamente negativos si se estudia una cantidad insuficiente de colonias
• Cuando se utiliza el método de detección directa de antígenos en muestras del tracto respiratorio superior, hay que tener en cuenta la baja sensibilidad del test, por lo que todo resultado negativo debe ser seguido por su correspondiente cultivo para verificar.

17) Detección de antígenos asociados a meningitis bacteriana :

• El antígeno de N.meningitidis grupo B es más difícil de detectar, ya que está relacionado estructural e inmunologicamente con el antígeno de E.coli K1. Por ello una reacción positiva con éste antisuero en LCR de recién nacido o prematuro, indica en la mayoría de los casos la presencia de E.coli K1. En un sujeto de más edad, si puede indicar la presencia de N. meningitidis grupo B.
• La sensibilidad de éste látex de aglutinación tiene un rango entre 65% para

• Como otras pruebas de látex, un valor positivo depende del nivel de antígenos detectable. Este es un test de descarte, que no reemplaza al cultivo.
• Cada laboratorio debe evaluar la sensibilidad, especificidad y valor predecible para su población de pacientes.

18) Aglutinación por Salmonella sp :

• Sea estricto en el tiempo de la reacción.
• Miembros del grupo Salmonella están antigénicamente relacionados a

Es importante tener presente que ésta prueba a sido designada exclusivamente para examinar microorganismos de rápido crecimiento, utilizando la normativa

NCCLS M2-A6 , volumen 13, número 24.

Este método no es útil para organismos fastidiosos, de crecimiento lento o para anaerobios.

El método de difusión simple en agar es sin lugar a dudas el sistema de mayor uso para la realización de la sensibilidad bacteriana. Hay que tener en cuenta el gran valor de ésta prueba en la detección temprana de multiresistencia, escogencia y valoración de un antibiótico frente a un microorganismos patógeno, protección de infección, estudi