PESO SECO VOLUMÉTRICO SATURADO:
Rs = Peso anhidro (Ec. 10.2.1.3) Volumen a H% Cuando la humedad H es superior al punto de saturación de la pared celular.
PESO SECO VOLUMÉTRICO HÚMEDO: Rk = Peso anhidro (Ec. 10.2.1.4) Volumen a H% Siendo, en este caso, la H inferior al punto de saturación de la pared celular.
El volumen ocupado por los huecos se determina por desplazamiento de fluidos, por lo que estos no deben reaccionar con la pared celular para obtener un valor exacto del mismo. Se suelen emplear el agua o el helio, siendo este naturalmente más exacto al ser el helio un gas inerte. El agua, como veremos, es sorbida molecularmente por la pared celular, produciendo una compresión de la misma que enmascara el valor obtenido, cuyo efecto estudiaremos con la hinchazón. Con respecto al peso específico real de la célula, o más exactamente peso específico de la pared celular, después de numerosos estudios, se ha encontrado que, con pequeñas variaciones, se puede considerar para todas las células prácticamente igual a 1,56.
10.2.2. Absorción: Cuando un haz de luz paralelo (colimado) golpea una partícula en suspensión, parte de la luz es reflejada, parte es diseminada, parte es absorbida y parte es transmitida. La nefelometría mide la luz dispersada por una solución de partículas. La turbidimetría mide la luz dispersada como un decrecimiento de la luz transmitida a través de la solución. Con relación a la longitud de onda y al tamaño de la partícula pueden existir tres tipos de dispersión. Los métodos de dispersión de la luz son las técnicas más utilizadas para monitorear el crecimiento de los cultivos bacterianos. Son muy útiles y poderosos pero pueden llevar a resultados erróneos. Principalmente, dan información sobre el peso seco (contenido macromolecular).
Turbidimetría: La turbidimetría mide la reducción de la transmisión de luz debido a partículas de una suspensión y cuantifica la luz residual transmitida. Estudios teóricos y experimentales han mostrado que soluciones diluidas de diferentes tipos de bacterias, independientemente del tamaño celular, tienen casi la misma absorbancia por unidad de concentración de peso seco. Esto quiere decir que, en soluciones diluidas, la absorbancia es directamente proporcional al peso seco, independientemente del tamaño celular del microorganismo. Sin embargo, se encuentran absorbancias muy diferentes por partícula o por UFC (Unidad Formadora de Colonia) cuando los tamaños de las células bacterianas son diferentes. Por esta razón, para estimar el número de microorganismos totales o el número de microorganismos viables de una suspensión bacteriana debe realizarse una "curva de calibración" con cada tipo de microorganismo, sólo de esta forma es posible relacionar Absorbancia (Densidad Óptica) con el número de microorganismos totales o con UFC.
Fig. 10.2.2-1 Absorbancia en función del Peso Seco Absorbancia = K x Peso Seco (Ec. 10.2.2.1) K: constante que varía con la longitud de onda utilizada y representa la inversa del peso seco del microorganismo que produce un aumento de 10 veces en el valor de la absorbancia(1/W0). Peso seco: Concentración celular bacteriana expresada en unidades de peso seco (&µg/ml-mg/ml). La relación directa entre la absorbancia y el peso seco sólo se aplica para suspensiones diluidas de bacterias. Estas suspensiones no deben tener una absorbancia mayor a 0.3, ya que valores mayores producen desviaciones de la ley de Beer. Sin embargo, el inconveniente de utilizar suspensiones diluidas puede involucrar un mayor error de pipeteo y menor sensibilidad por el bajo nivel de absorción.
Fig. 10.2.2-2 Absorbancia en función del Peso Seco
Fig. 10.2.2-3 Absorbancia en función del Número de Microorganismos Totales En estos gráficos se puede apreciar que suspensiones diluidas de dos microorganismos diferentes con igual peso seco tienen la misma absorbancia, mientras que para el mismo número de microorganismos totales la absorbancia de cada suspensión es distinta. 10.2.3. Peso húmedo: Se obtiene a partir de una muestra en suspensión que es pesada luego de la separación de las células por filtración o centrifugación. Es una técnica útil para grandes volúmenes de muestra. La principal desventaja es que el diluyente queda atrapado en el espacio intercelular y contribuye al peso total de la masa. La cantidad de líquido retenida puede ser importante, por ejemplo, un pellet de células bacterianas muy empaquetadas puede contener un espacio intercelular que aporta entre el 5-30% del peso, de acuerdo a la forma y deformación celular. Para corregir el peso húmedo se determina la cantidad de líquido que queda retenida en el espacio intercelular luego de una centrifugación, para ello se utilizan soluciones de polímeros no iónicos (como el Dextran) que pueden ingresar en el espacio intercelular pero no pueden atravesar las paredes bacterianas. 10.2.4 volumen de células empacadas y número de células: El crecimiento de una población bacteriana puede ser entendido desde diferentes perspectivas y de acuerdo a éstas se puede llegar a determinar la medida del crecimiento mediante diversas metodologías. Para algunos, el crecimiento es la capacidad para multiplicarse que tienen las células individuales, esto es iniciar y completar una división celular. De esta forma, se considera a los microorganismos como partículas discretas y el crecimiento es entendido como un aumento en el número total de partículas bacterianas. Existen dos formas para determinar el número total de microorganismos en una muestra:
Recuento microscópico de partículas
Recuento electrónico de partículas
Para otros, el crecimiento implica el aumento de los microorganismos capaces de formar colonias debido a que sólo se tiene en cuenta el número de microorganismos viables, esto es capaces de crecer indefinidamente. Las determinaciones que se utilizan son:
Recuento de colonias
Método del número más probable
Para los fisiólogos bacterianos, bioquímicos y biólogos moleculares una medida del crecimiento es el incremento de biomasa. Para ellos, la síntesis macromolecular y un incremento en la capacidad para la síntesis de los componentes celulares es una medida del crecimiento. Para este grupo la división celular es un proceso esencial pero menor que rara vez limita el crecimiento, ya que lo que limita el crecimiento es la capacidad del sistema enzimático para utilizar los recursos del medio y formar biomasa.
10.2.5.1. Recuentos directos: RECUENTO MICROSCÓPICO: Es una técnica común, rápida y barata que utiliza un equipamiento fácilmente disponible en un laboratorio de microbiología. Para estos recuentos se utilizan generalmente cámaras de recuentos, aunque también pueden realizarse a partir de muestras filtradas en membranas y transparentizadas o teñidas con colorantes fluorescentes (Naranja de acridina). La mayor dificultad del recuento en cámara es obtener reproductibilidad en el llenado de la cámara con líquido. Otra dificultad es la adsorción de las células en las superficies del vidrio, incluyendo pipetas.
Esta adsorción es crítica en el proceso de dilución de la muestra y se minimiza al realizar las diluciones en medios de alta fuerza iónica (solución fisiológica o medios mínimos sin fuente de carbono).
Las cámaras más utilizadas son las de Hawksley y la de Petroff-Hausser. La primera tiene la ventaja que puede ser utilizada con objetivos de inmersión, aunque la mayoría de los recuentos se realizan con objetivos secos. Una de las mayores ventajas del recuento microscópico es brindar información adicional sobre el tamaño y la morfología de los objetos contados.
Fig. 10.2.5.1-1 Cámara de recuento de Petroff-Hausser Tabla
10.2.5.1-1 Recuento de Microorganismos
Tipo de cuadro | Area[cm2] | Volumen[ml] | Factor[1/Volumen] | |
Cuadrado total | 1.00 x 10-2 | 2.00 x 10-5 | 5.00 x 104 | |
Cuadrado grande | 4.00 x 10-4 | 8.00 x 10-7 | 1.25 x 106 | |
Cuadrado pequeño | 2.50 x 10-5 | 5.00 x 10-8 | 2.00 x 107 | |
(Ec. 10.2.5.1) 1/Dilución: Inversa de la dilución utilizada para llenar la cámara de recuento.
Número de cuadrados contados: Cantidad de cuadrados de la cámara que se utilizaron para contar un el número de bacterias.
Volumen del cuadrado: Volumen de cada cuadrado de la cámara. Depende del tipo de cuadrado en donde se realizó el recuento. Por ejemplo, cada cuadrado pequeño tiene un volumen de 5 x 10-8 ml (50 &µm x 50 &µm x 20 &µm = 5 x 104 &µm3 = 5 x 10-8 ml)
RECUENTO ELECTRONICO: Los contadores electrónicos permiten realizar recuentos de bacterias, levaduras no filamentosas y protozoarios, pero no de hongos y microorganismos filamentosos o miceliares. Estos instrumentos constan básicamente de dos compartimientos comunicados a través de un pequeño conducto. En ambos compartimientos hay electrodos que miden la resistencia eléctrica del sistema, y como el orificio del conducto es muy pequeño y su resistencia es muy alta, la resistencia eléctrica de cada compartimiento es independiente. El principio de funcionamiento de estos instrumentos es el que se explica a continuación. Un volumen fijo de una suspensión bacteriana es forzada a pasar desde un compartimiento al otro a través del pequeño conducto, en un muy breve intervalo de tiempo. Cuando un microorganismo pasa al nuevo compartimiento, la resistencia de éste se incrementa debido a que la conductividad de la célula es menor que la del medio. Estos cambios en la resistencia son convertidos en pulsos o voltaje y contados. Este tipo de recuento presenta algunos inconvenientes. Ciertas bacterias muy pequeñas producen cambios en la resistencia que son comparables al "ruido" generado por la turbulencia que se desarrolla al pasar el fluido por el orificio. No pueden medirse células que formen filamentos o agregados o soluciones muy concentradas de microorganismos, debido a que el pasaje de más de una célula en un breve período de tiempo va a ser tomado como una célula más grande. Es común la obstrucción del orificio por microorganismos muy grandes. 10.2.6. Masa de un componente celular: "Debido a que la célula no es tan "lista" (no sabe contar hacia atrás en el tiempo) ni tiene el don de la predicción (los humanos tampoco, para la mayor parte de las cosas importantes). La bacteria tampoco sabe "contar hacia adelante", ya que el tiempo de inicio de una ronda de replicación no guarda una relación sencilla con la división celular previa." (3) Entonces, ¿cómo se acoplan división celular y replicación cromosómica? Una clave hacia la respuesta a esta pregunta es que la razón (proporción) entre orígenes de replicación y masa celular en el inicio (inmediatamente antes de la replicación) es igual para todas las tasas de crecimiento. He aquí un modelo hipotético sobre el mecanismo de coordinación entre ambos eventos del ciclo celular:
El sistema de coordinación detecta la concentración de orígenes de replicación; conforme la bacteria crece, esta concentración va descendiendo, hasta que se alcanza un valor umbral crítico que desencadena una nueva onda de replicación. Ello hace que se doble el número de orígenes. Una ulterior ronda no se pone en marcha hasta que el crecimiento haga de nuevo descender la concentración de orígenes. Se trataría, pues, de una especie de reloj biológico y "oscilador" que usaría como medida del tiempo el parámetro de masa celular, volumen, u otro equivalente, de tal modo que la concentración crítica de un factor iniciador o la dilución de un represor servirían para disparar la replicación a una concentración determinada.
Es fácil comprobar en los cultivos bacterianos que cuanto más rico es un medio, y por lo tanto menor es el tiempo de generación (g), mayor es el tamaño medio de las células:
1. bacterias creciendo en un medio relativamente pobre (supongamos que en este medio g = 60min, C+D=g);
2. si transplantamos una célula recién dividida procedente del cultivo anterior a un medio más rico (por ejemplo, que permite un tiempo de generación g = 35min) podemos observar que:
la primera división ocurre C+D (60 minutos) después; es decir, con un tiempo idéntico al que tenía en el medio anterior;
pero como en este medio g = 35min, la iniciación de una nueva ronda de replicación ocurre antes de dicha replicación celular (es decir, C y D se superponen);
se observa que se alcanza un nuevo equilibrio, con un tamaño celular mayor que en el medio pobre, y una masa de inicio (tras la división celular) mayor, alterándose igualmente el tiempo de inicio.
10.2.7. Mediciones físicas: Podemos medir el crecimiento microbiano siguiendo diferentes parámetros físicos, algunos de los cuales se presentan a continuación. No debemos olvidar que en condiciones de crecimiento equilibrado todos los parámetros del cultivo evolucionan de forma proporcional y, por consiguiente, midiendo uno de ellos (el de medida más fácil) podemos medir el resto.
En este apartado revisaremos los principales métodos de recuento de microorganismos. Los métodos para el seguimiento de la evolución de un cultivo microbiano pueden clasificarse en directos e indirectos. Los métodos directos se basan en la medida de la evolución del número de células vivas (técnicas de plaqueo) o del número de partículas (técnicas microscópicas y de contadores de partículas). Los métodos indirectos se basan en la medida de algún parámetro del cultivo que nos permite deducir información sobre la evolución del número de microorganismos. La elección de un método de seguimiento del cultivo en concreto depende de las características del cultivo y del proceso.
Entre los métodos principales de recuento de microorganismos podemos destacar:
1. Las técnicas de recuento microscópico de células sin fijar usando microscopía de contraste de fase. Para ello se cuenta el número de partículas en un volumen determinado usando una célula de Petroff-Hauser o de Neubauer (portaobjetos modificado en el que una rejilla nos permite conocer el volumen que estamos observando). El procedimiento es rápido y sencillo; pero no permite distinguir células vivas inmóviles de células muertas.
2. Contaje de partículas utilizando sistemas automáticos del tipo Coulter-Counter. La operación de estos sistemas es sencilla (método de empleo) y permite rápidamente determinar el número de partículas presentes en una suspensión y la distribución de sus tamaños. El problema es que no distingue entre células vivas y muertas ni entre células y agregados de material insoluble presente en la suspensión del cultivo.
3. Técnicas de recuento en placa, basadas en colocar en un medio de cultivo adecuado un volumen determinado de muestra. Cada una de las células aisladas dará lugar, después de la incubación correspondiente, a una colonia de forma que el número de estas nos permitirá estimar el número de células presentes en la muestra plaqueada (sembrada).
El sistema es fácil de utilizar en el caso de células aisladas (no sirve en el caso de hongos filamentosos, por ejemplo). Puede realizarse sembrando en superficie (extendiendo un volumen dado de muestra sobre el medio de cultivo sólido) o en profundidad (mezclando un volumen dado de muestra con el medio de cultivo antes que solidifique). Esta última opción permite realizar el recuento de microorganismos microaerófilos que no crecen bien en la superficie de las placas de cultivo. Para que el sistema de recuento en placa tenga validez estadística, es necesario contar entre 30 y 300 colonias con objeto de disminuir el error de la medida.
4. Técnicas turbidométricas basadas en la medida de la turbidez de los medios de cultivo en los que crecen microorganismos unicelulares. La turbidez es proporcional a la masa de las partículas en suspensión (células) y su medida nos permite estimarla. Para ello se utiliza un equipo similar al que se emplea en la medida de la absorbancia de luz por disoluciones coloreadas (colorímetro, por ejemplo). Las medidas se hacen a una longitud de onda adecuada (normalmente en el entorno de 550 nm) y los valores se suelen denominar valores de densidad óptica. La limitación de este sistema, por otra parte muy sencillo, es que no distingue células vivas de muertas y que normalmente no es capaz de detectar densidades celulares menores a 10.000 células por mililitro.
5. Medida de peso seco. El sistema consiste en la filtración del cultivo a través de una membrana que retenga las células y su posterior desecación hasta peso constante. El sistema, obviamente, no diferencia células vivas de muertas y su sensibilidad es limitada.
6. Medida del ATP. Es una medida relativamente sencilla basada en la emisión de luz por la luciferasa de luciérnaga (Photimus pyralis) en presencia de O2 y de ATP. De esta forma se puede medir la concentración de ATP en un volumen dado de cultivo. Esta medida es interesante porque la concentración de ATP decae rápidamente en las células muertas, de forma que esa medida indirecta detecta únicamente las células vivas.
Los sistemas de medida del crecimiento celular se han adaptado técnicamente para poder ser utilizados como sistemas on-line. En una operación on-line no es necesario extraer la muestra del cultivo para realizar la medida. Esto es muy importante en el caso de fermentaciones en gran volumen porque permite realizar medidas en tiempo real y disminuye los riesgos de contaminación.
Antes de cerrar este apartado hay que señalar que en la naturaleza hay muchísimos más microorganismos de los que podemos detectar por la mayoría de los sistemas de recuento. De hecho, se estima que en el suelo o en el agua podemos cultivar únicamente proporciones menores al 1% de los microorganismos vivos. Esto es debido a varias causas entre las que se cuenta la falta de medios de cultivo adecuado, la dependencia de otros microorganismos para el cultivo debido a procesos de sintrofía y la oligotrofía (inhibición por altas concentraciones de nutrientes) que muestran algunos microorganismos.
10.3. Crecimiento en cultivo intermitente
10.3.1. Cinética de crecimiento de un cultivo intermitente: En este apartado vamos a revisar el estudio de la cinética del crecimiento de microorganismos que crecen en un cultivo realizado en un volumen finito. a esto se le denomina cultivo batch y podríamos traducirlo por cultivo discontinuo por contraposición con el cultivo continuo que desarrollaremos más adelante. El desarrollo de un cultivo discontinuo se ajusta al representado en la siguiente figura:
Fig. 10.3.1-1 Desarrollo de un Cultivo Intermitente Se pueden distinguir cuatro fases en el cultivo:
(1) La fase logarítmica, en la que el microorganismo se adapta a las nuevas condiciones y pone en marcha su maquinaria metabólica para poder crecer activamente. La duración de esta fase es variable y en general es mayor cuanto más grande sea el cambio en las condiciones en las que se encuentra el microorganismo.
(2) La fase exponencial.
(3) La fase estacionaria, en la que no hay aumento neto de microorganismos, lo que no significa que no se dividan algunos, sino que la aparición de nuevos individuos se compensa por la muerte de otros.
(4) La fase de muerte, en la que el número de microorganismos vivos disminuye de forma exponencial con una constante k que depende de diferentes circunstancias.
En la fase de muerte decimos que el número de microorganismos vivos disminuye exponencialmente. Pero ¿qué es un microorganismo vivo en términos microbiológicos?. Consideramos vivo al microorganismo que puede multiplicarse (dividirse), y muerto al que ha perdido irreversiblemente la capacidad de dividirse. Es importante entender este concepto porque los microorganismos microbiológicamente muertos no tienen por qué estar metabólicamente inactivos.
10.4. Factores que afectan la rapidez de crecimiento
10.4.1. Efecto de la concentración de sustrato: Si [Et] representa la concentración total del microorganismo en una reacción y [ES] es la concentración del complejo microorganismo-sustrato, entonces [Et] – [ES] representa la concentración de microorganismo libre para reaccionar con el sustrato. Durante una reacción el microorganismo se unirá al sustrato, hasta que todas las moléculas se saturen. Usualmente la concentración de sustrato [S] es mayor que [ES], por lo que no resulta un factor limitante. La razón de formación de [ES] está definida por [ES] Rate = k1 ([Et] – [ES]) [S] (Ec. 10.4.1.1) Mientras que la disociación está definida por [ES] disociación rate = k –1 [ES] – k2 [ES] (Ec. 10.4.1.2) Mientras haya microorganismo disponible, la razón de k1 irá aumentando hasta que se saturen. Si las constantes de reacción y disociación son iguales, la formación del complejo [ES] se mantiene estable al igual que la velocidad de reacción. O sea que la generación del producto se mantiene constante mientras la concentración del sustrato no sea limitante. Esto se definiría como [ES] = [Et] [S] (Ec. 10.4.1.3) [S] + (k2 + k -1) / k1 La velocidad inicial de la reacción está determinada por v = k2 [ES] (Ec. 10.4.1.4) Si definimos KM como (k2 + k -1) / k1 y Vmax como k2 [Et], obtenemos que v = Vmax [S] / KM + [S] (Ec. 10.4.1.5) Esta es la ecuación de Michaelis-Menten. En un estudio de cinética microbiana se mide la actividad en términos de producto formado por minuto, a distintas concentraciones de sustrato. Si la actividad es graficada en términos de la concentración inicial del sustrato versus el producto generado en un lapso de tiempo (velocidad de reacción), la curva generada es una hipérbole rectangular. La ecuación que describe todos los puntos en esa línea viene dada por v. Esta ecuación expresa la velocidad para la reacción de un solo sustrato y se conoce como la ecuación de Michaelis-Menten:
V max v = Vmax [S] / (Km + [S]) (Ec. 10.4.1.6) v v = actividad microbiana V max/2 [S] = concentración de sustrato KM Vmax = actividad a [S] infinito KM = el valor de [S] que da actividad [S] igual a ½ Vmax Fig.
10.4.1-1 Estos últimos dos parámetros son importantes, porque nos dan información directa sobre cuán bien el microorganismo se une al sustrato (KM) y sobre cuán bien el microorganismo convierte el sustrato en producto una vez se une (Vmax). De hecho, KM es la constante de disociación dinámica del microorganismo con el sustrato, y Vmax es la concentración molar del microorganismo por la constante catalítica (Kcat).nas celulares s transportadores están
10.4.2. Efecto de la temperatura: Todos los microorganismos tienen una temperatura óptima de crecimiento. Esto significa que a determinada temperatura la velocidad de duplicación (o la velocidad de crecimiento poblacional) de los microorganismos es mayor. Hay que tener en cuenta que no todos los microorganismos crecen en el mismo rango de temperaturas:
Tabla 10.4.2-1 Temperatura Óptima de Crecimiento
Clasificación | Rango | Optima |
Termófilos | 25 – 80 °C | 50 – 60 °C |
Mesófilos | 10 – 45 °C | 20 – 40 °C |
Psicrófilo | -5 – 30 °C | 10-20 °C |
Fig. 10.4.2-1 Efecto de la Temperatura en el Crecimiento Microbiano La temperatura afecta la estabilidad de las proteínas celulares porque induce cambios conformacionales que alteran la actividad biológica de estos compuestos, especialmente la de enzimas. 10.4.3. Efecto del ph: La mayoría de los microorganismos crecen en pH cercanos a la neutralidad, entre 5 y 9, cosa que no excluye que existan microorganismos que puedan soportar pH extremos y se desarrollen. Según el rango de pH del medio en el cual se desarrollan pueden dividirse en:
Tabla 10.4.3-1 Clasificación de los Microorganismos según el pH
Clasificación | pH externo | pH interno |
Acidófilos | 1.0 – 5.0 | 6.5 |
Neutrófilos | 5.5 – 8.5 | 7.5 |
Alcalófilos | 9.0 – 10.0 | 9.5 |
Los microorganismos regulan su pH interno mediante un sistema de transporte de protones que se encuentra en la membrana citoplasmática, que incluye una bomba de protones ATP dependiente. El rango de pH óptimo para el desarrollo de los microorganismos es estrecho debido a que frente a un pH externo muy desfavorable se requiere un gran consumo de energía para mantener el pH interno.
10.5. Consumo de nutrientes y formación de producto
De algunos estudios realizados se pudo comprobar que las bacterias son únicamente una pequeña parte de la estructura, el resto es una materia de tipo mucilaginoso secretada por las propias bacterias, llamada matriz extracelular, que absorbe agua y captura pequeñas partículas. En su interior, el agua fluye llevando a las colonias bacterianas nutrientes disueltos y retirando los productos de desecho, que frecuentemente son utilizados por otros tipos bacterianos que forman parte de la estructura y que están convenientemente distribuidos según sus intereses.
El flujo de nutrientes no es total en toda la dimensión del biofilm, en las zonas centrales, la llegada de nutrientes está de alguna manera regulada por la actividad de las situadas en la periferia, de la misma manera que éstas están afectadas por la actividad metabólica de las bacterias que situadas en la zona central de biofilm. Tanto es así, que elementos importantes para el tipo de metabolismo, como el oxígeno, puede variar su concentración de forma significativa en centésimas de milímetro. Esto es un indicativo de que en el mismo biofilm existe diversidad de agentes bioquímicos.
10.6. Rendimiento de biomasa y de producto
Un aspecto importante en la operación de un quimostato es la rata de producción de biomasa y de sustancias celulares. La rata de producción de biomasa por unidad de volumen es el producto de la concentración de células por la rata de dilución. Biomasa producida = 
sustituyendo el valor de 
(Ec. 10.6-1) Usualmente Ks es pequeño comparado con Sr y a ratas de dilución inferiores al valor crítico, Dc, la biomasa producida es aproximadamente igual a D Y Sr. Pero para valores de D cercanos al valor crítico, donde D = 
max, la expresión:
(Ec. 10.6-2) Tiende a infinito y la biomasa producida, D X, desciende a cero. Estos cambios en la producción de biomasa con la rata de dilución se muestran gráficamente en la Fig. 9 Para la producción de proteína microbiana se debe operar el quimostato a una rata de dilución que produzca el máximo de biomasa.
10.7. Cultivo contínuo
Consiste en mantener la población microbiana en fase exponencial de crecimiento. Se utiliza en fermentaciones industriales que requieren actividad metabólica máxima. Los sistemas de cultivo continuo pueden hacerse funcionar como quimiostatos o como turbidostatos. En un quimiostato la velocidad de flujo de entrada y salida de nutrientes se mantiene a un valor determinado de tal manera que la velocidad de crecimiento del cultivo queda ajustada a esa velocidad de flujo. En un turbidostato el sistema incluye un dispositivo óptico que regula la turbidez controlando la velocidad de flujo.
Es un cultivo balanceado mantenido por tiempo indefinido por un sistema de flujo que se compone de:
Una cámara de cultivo de volumen constante a la que llega un suministro de nutrientes, y de la que se eliminan o separan los productos tóxicos de desecho (por un dispositivo de rebosadero).
Una vez que el sistema alcanza el equilibrio, el número de células y la concentración de nutrientes en la cámara permanecen constantes, y entonces se dice que el sistema está en estado estacionario, con las células creciendo exponencialmente.
Los parámetros a tener en cuenta son:
flujo (f), medido en ml/h
volumen de la cámara de cultivo (v, en ml)
densidad celular en la cámara (x)
factor de dilución D = f/v (en h–1). El inverso de este factor de dilución es el tiempo medio de residencia (1/D= TMR)
Existe una pérdida de células por el rebosadero: -dx/dt = x·D. El crecimiento bruto es dx/dt = x·m. Por lo tanto, el crecimiento neto es dx/dt = x·m – x·D = x·(m – D). Si logramos que el coeficiente de crecimiento (m ) se haga igual al factor de dilución (D), entonces dx/dt = 0, y por lo tanto la concentración de células se hace constante (x= x). El cultivo se encuentra entonces en estado dinámico de equilibrio. Las pérdidas de células por drenaje se compensan con las ganancias por crecimiento.
Existen dos tipos de procedimientos para obtener cultivos continuos:
de control interno: turbidostato;
de control externo: quimiostato
10.7.1. Teoría del quimiostato: Se entiende por tal, el reactor tanque agitado en el que se asume básicamente que:
El volumen de medio es constante
El caudal de salida es igual al de entrada
La concentración de salida es igual a la concentración en el interior del reactor
"El efecto de la concentración del nutriente sobre el crecimiento total es fácil de comprender, ya que gran parte del nutriente se convierte en material celular, y por tanto, si se limita la cantidad de nutriente se convierte en material celular. La razón del efecto de las concentraciones muy bajas de nutriente sobre el ritmo de crecimiento es más incierta. Una opinión es que a estas bajas concentraciones de nutriente éste no puede ser transportado a la célula a una velocidad suficiente para satisfacer todas las demandas metabólicas de nutriente. Es presumible que no todos los lugares transportadores están ocupados. Esta propiedad de alterar el ritmo de crecimiento mediante la concentración del nutriente se utiliza en el aparato de cultivo continuo llamado quimiostato." (4) La cosecha máxima es también una función de la especie de organismo y de su eficacia en convertir nutrientes en masa celular, y de las condiciones ambientales, tales como el pH y la y temperatura. El papel de la fuente de energía en el control de la cosecha máxima se estudiará más adelante.
En la industria de la levadura, la levadura del, pan crece en melazas como fuente de carbono y energía. Se ha descubierto que si se añaden todas las melazas de una vez, parte del exceso de azúcar es convertido el alcohol por las células y, por tanto, es desaprovechado. En las fases tempranas del crecimiento exponencial, cuando las densidades celulares son bajas, sólo es necesaria una pequeña cantidad de azúcar para soportar el ritmo máximo de crecimiento. Pero a medida que transcurre el tiempo, aumenta la densidad y se precisa mayor cantidad de azúcar. Lo que se hace en la práctica es añadir las melazas a un ritmo exponencial paralelo al ritmo de crecimiento exponencial de la levadura.
Los antibióticos y otros agentes microbianos afectan al crecimiento de diversas maneras, y un estudio de la acción de estos agentes en relación con la curva de crecimiento es una ayuda considerable en la comprensión de sus modos de acción. La manera más precisa de observar el efecto de un antibiótico es añadirlo en un grado de concentración inhibidora a un cultivo en crecimiento exponencial.
El quimiostato es un dispositivo de cultivo continuo en el cual tanto la densidad de la población como el ritmo de crecimiento son controlados por el investigador. Para la regulación del quimiostato se utilizan dos elementos: el ritmo de flujo y la concentración de un nutriente limitante, como una fuente de carbono, de energía o de nitrógeno, o factor de crecimiento. Tal como a concentraciones bajas de un nutriente es rápidamente consumido por el crecimiento. En los cultivos estáticos el crecimiento es proporcional a la concentración de dicho nutriente. Sin embargo a estas bajas concentraciones el nutriente se ha consumido, pero en el quimiostato la adición continua de medio fresco que contiene el nutriente limitante permite el crecimiento continuo. Puesto que a bajos niveles de nutrientes utilizados el nutriente limitante es rápidamente asimilado, su concentración en el quimiosato es siempre cero. Los quimiostatos han encontrado aplicación en una gran variedad de procedimientos de investigación, especialmente en los casos en que se desea las poblaciones naturales a menudo crecen lentamente o a concentraciones bajas de nutriente, los quimiostatos han sido especialmente útiles como modelos de laboratorio de ecosistemas microbianos naturales. 10.7.2. Ecuaciones fundamentales del cultivo continuo: El estudio del crecimiento de la población se ha limitado a los cultivos cerrados o estáticos en los que el crecimiento se produce en un volumen fijado en un medio de cultivo que es alterado por las acciones de los organismos en crecimiento y que, por ello, ya no es apto para el crecimiento. En los estadios tempranos del crecimiento exponencial en los cultivos estáticos las condiciones pueden permanecer relativamente constantes, pero en los estadios tardíos suelen ocurrir cambios drásticos. Para muchos estudios es deseable conservar los cultivos en ambientes constantes durante largos periodos de tiempo, y esto se logra utilizando cultivos continuos. Un cultivo continuo es e4sencialmenye un sistema de flujo de volumen constante al que se añade medio continuamente y del que, gracias a un dispositivo de rebosamiento, se elimina el exceso continuamente. Una vez que este sistema está en equilibrio, el número de células y el nutriente permanecen en un status constante y todo el sistema se dice que está en estado de equilibrio. Un parámetro clave de un dispositivo de cultivo es el ritmo de dilución, D que se define como:
D= ritmo de flujo = F (Ec. 10.7.2-1) Volumen V
a. ESTADO NO ESTACIONARIO:
La muerte de una población a una velocidad logarítmica hace reversible la cuenta de la población a la misma velocidad de aceleración con que se efectuó el crecimiento inicial. Uno de los problemas en bacteriología es prevenir este fenómeno asumiendo la conclusión lógica relacionada con la muerte del cultivo. Muchos de los métodos y las técnicas de cultivo de colección se relacionan con el mantenimiento de un número razonable de células viables durante el almacenamiento. Las bacterias con una activa fase de muerte deben ser transferidas a medios frescos en intervalos frecuentes. Es común perder un cultivo cuando no se atiende esta observación. La liofilización y otras técnicas similares son métodos prácticos para prevenir el daño metabólico que se presenta en las células inactivas. El final de la fase de muerte puede ser simplemente la estabilización de esa población en una cuenta baja. Las infecciones crónicas, en donde el agente etiológico (causante) permanece latente en un tejido o en un número muy bajo, sin manifestar la patología activa, pueden ser consideradas como ejemplo de una fase de muerte que se ha estabilizado de esta manera. Un ejemplo sería la presencia del bacilo de la tifoidea en la vesícula biliar o en otro órgano del transmisor. Algunas bacterias, especialmente en los medios diluidos, permanecerán en un bajo nivel de población en medios artificiales durante años, sin morir en su totalidad y conservarán la movilidad.
b. ESTADO ESTACIONARIO:
En algunas ocasiones es difícil determinar la razón del cambio de una fase logarítmica a una estacionaria, aunque han surgido por ahí algunas explicaciones que no son muy satisfactorias. Sin embargo, el análisis de muchos cultivos diferentes nos muestra que existen dos explicaciones muy adecuadas. Uno o más nutrientes se agotan, o bien existe una acumulación de productos tóxicos. Cualquiera de estos fenómenos que ocurra primero será la causa de la fase estacionara, dependiendo del caso en particular. El tóxico puede ser tan sólo un cambio a un ácido orgánico o a una base que altere el pH en un rango no tolerable por esa bacteria. En ciertos medios, Enterobacter eleva el pH demasiado y el Bacillus subtilis se queda sin alimento. Por supuesto, ambos factores pueden operar al mismo tiempo. Algunas bacterias tienen fases estacionarias muy cortas y rápidamente empiezan a morir. Otras permanecen en la fase estacionaria por semanas.
Una baja población, o un yacimiento, no son causas de la fase estacionaria. Es más, los cultivos mixtos de ciertas especies logran obtener poblaciones más grandes que los cultivos puros. Esto es a menudo una sorpresa para los bacteriólogos que sólo trabajan con cultivos puros. Uno debe acostumbrarse a la idea de que un cultivo de Escherichia coli se estabilizará en un periodo muy corto en una población de 4 millones de células por mililitro y tendrá que pensar que esto es válido para la mayoría de bacterias que pueden encontrarse en un medio de cultivo. Los medios ambientes naturales, con grandes poblaciones bacterianas, sobrepasan estas cifras considerablemente. Por ejemplo, el resumen presenta cuantas de una mezcla de especies bacterianas en niveles que van desde los 30 a los 60 millones por gramo. Esto se entiende fácilmente si comprendemos que las diversas especies tienen diferentes requerimientos para el crecimiento, diferentes nutrimentos y diversas tolerancias a los factores ambientales. A pesar de ocupar el mismo espacio, en general, cada especie vive su propio nicho ecológico. No es enteramente independiente de otras especies, pero sí está limitada en número por sus propias demandas nutricionales y a las reacciones hacia los productos de desecho, y no por la competencia por el espacio físico con las otras especies.
Relaciones matemáticas:
"El parámetro más importante del quimiostato es el ritmo de dilución o de rebosamiento, que es el ritmo al que el medio fluye a través del sistema. El ritmo de dilución determina el ritmo de división celular de la población, y alterando el ritmo de flujo se puede alterar directa y rápidamente el ritmo de crecimiento lo que hace del quimiosato un dispositivo tan útil. Cuando un volumen de medio de cultivo ha pasado a través del quimiosato, la población se ha doblado ya que la población celular ha continuado siendo la misma. El tiempo de generación es pues el tiempo que necesita un volumen de medio de cultivo para desplazarse a través del recipiente." (5) Sin embargo, el tiempo de generación en el quimiostato no es exactamente el mismo tiempo de generación en un cultivo estático con crecimiento exponencial. Ello es debido a que en el cultivo estático cada célula formada se divide y produce una descendencia, mientras que en el quimiostato algunas de las células son arrastradas antes de que puedan dividirse, de manera que el ritmo real de división celular es mayor que el ritmo de población de células. Debemos que distinguir entre el tiempo de generación en cultivo y el tiempo de generación celular. En un cultivo estático con crecimiento exponencial el tiempo de generación celular es equivalente al tiempo de generación del cultivo y viene dado por 1/k. En un quimiostato, el tiempo de generación en cultivo es la inversa del ritmo de crecimiento instantáneo de un cultivo, el cual se expresa por la siguiente ecuación diferencial:
dx = µx ó µ= 1 dx (Ec. 10.7.2-2) dt x dt Donde x es el número de células o la concentración del organismo (miligramos de peso seco por mililitro) a un tiempo t, y µ es el ritmo o velocidad de crecimiento instantáneo. Con la integración de la ecuación anterior entre los límites xo y xt, se obtienen la siguiente ecuación:
ln xt -ln xo = µt (Ec. 10.7.2-3) o, como se expresa generalmente la solución, xf = xo e µt (Ec. 10.7.2-4) Puesto que xf es también igual a 2kt xo, la relación entre k y µ puede derivarse combinando las dos ecuaciones:
xo e µt = 2kt xo (Ec. 10.7.2-5) Suprimiendo los factores comunes, tomando logaritmo natural y despejando µ, se obtiene:
µ = k(ln 2) = 0.693 k (Ec. 10.7.2-6) Así, se puede calcular µ, el ritmo de crecimiento instantáneo para un quimiostato, multiplicando k por 0.693.
Volviendo al quimiostato, podemos ver que µ, el ritmo de crecimiento instantáneo, es igual al ritmo de dilución, ya que el ritmo al que salen las células está exactamente equilibrado con el ritmo de crecimiento. El ritmo de dilución se expresa como el ritmo de flujo en mililitros por hora dividido por el volumen del cultivo del quimiostato. Así, si el volumen es 500 ml y el ritmo de flujo es 5 ml/h, el ritmo de dilución es 5/500 ó 0.01 por hora. Esto significa que cada 100 horas el volumen del quimiostato sería repuesto y el ritmo de crecimiento instantáneo sería 100 horas.
Para entender el principio por el cual la densidad de población y el ritmo de crecimiento están controlados en el quimiostato, debemos reconsiderar el efecto de la concentración de nutriente en el crecimiento, expresado cualitativamente.
La relación entre µ y la concentración de un nutriente limitante se describe empíricamente por la ecuación:
µ = µ max s (Ec. 10.7.2-7) ks + s Donde s es la concentración del sustrato, µ max es el ritmo de crecimiento especifico máximo ( es decir, el valor máximo de µ a niveles de saturación de sustrato) y k, es una constante de saturación, numéricamente igual a la concentración de sustrato en la que µ = ½ µ max. La ecuación anterior es formalmente equivalente a la ecuación de Michaelis-Menten utilizada en los análisis enzimáticos cinéticos. Se pueden calcular los parámetros desconocidos µ max y k, representando gráficamente 1/v sobre el eje y en función de 1/s sobre el eje x. Se obtendrá una línea recta que intercepta el eje y, y el valor en el punto en que lo intercepta es 1/ µ max. La curva de la línea ks / µ max, y puesto que µ max es conocido, se puede calcular ks. En general, los valores de k, son muy bajos. La relación entre el ritmo de crecimiento y el ritmo de consumo de sustrato pueden expresarse como:
dx = Y ds (Ec.10.7.2-8) dt dt donde Y, la constante de rendimiento, es:
Y = peso de las bacterias formadas (Ec. 10.7.2-9) Peso de sustrato consumido La clave del modo de acción del quimiostato es la composición del medio del depósito. Todos los componentes de este medio se hallan en exceso, excepto uno, el sustrato limitante del crecimiento. El símbolo para la concentración de este sustrato en el depósito es SR, mientras que el del mismo sustrato en el recipiente de cultivo es s. Tomando en cuenta las ecuaciones anteriores, pueden hacerse las siguientes consideraciones.
Cuando un quimiostato es inoculado con un pequeño número de bacterias y el ritmo de dilución no excede de un cierto valor crítico (Dc), el número de organismos empezará a aumentar. El aumento es dado por:
dx = crecimiento – salida (Ec. 10.7.2-10) dt o bien:
dx = µx – Dx (Ec. 10.7.2-11) dt Puesto que inicialmente µ > D, dx/dt es positivo. Sin embargo, a medida que aumenta la densidad de población decrece la concentración del sustrato limitante del crecimiento, causando un descenso de µ. Si D se mantiene constante, se alcanzará un estado de equilibrio en el que µ = D y dx/dt = 0.
Los estados de equilibrio sólo son posibles cuando el ritmo de dilución no excede de un valor crítico Dc. Este valor depende de la concentración del sustrato limitante del crecimiento en el depósito (SR).
Dc = µ max (SR/ ks + SR) (Ec. 10.7.2-12) Así, cuando SR >> ks (que es el caso general), pueden obtenerse estados de equilibrio a ritmos de crecimiento cerca de µ max . El cambio en s viene dado por:
ds = SRD – sD – µx (Ec. 10.7.2-13) dt Y Cuando se ha alcanzado un estado de equilibrio, ds/dt = 0 Un estado de equilibrio se alcanza automáticamente cuando D < Dc.
A partir de las ecuaciones 10.7.4-5 y 10.7.4-6 pueden calcularse los valores del estado de equilibrio de la concentración de organismo (x*) y del sustrato limitante del crecimiento (s*):
x* = Y (SR – s) (Ec. 10.7.2-14) s* = ks (D/ µ max – D) (Ec. 10.7.2-15) Estas ecuaciones, una vez que sus valores son conocidos, los valores del estado de equilibrio de x* y s* pueden ser determinados de antemano para cualquier ritmo de dilución. Como puede verse a partir de la ecuación 10.7.4-8, la concentración de sustrato del estado de equilibrio (s*) depende del ritmo de dilución (D) aplicado y es independiente de la concentración del sustrato en el depósito (SR) . Así, D determina s* y s* determina x*.
Como se ha visto, los límites dentro de los cuales el ritmo de dilución controla el ritmo de crecimiento son muy amplios, aunque tanto a ritmos de dilución muy bajos como muy altos se rompe el estado de equilibrio. A elevados ritmos de dilución, cerca de Dc el organismo no puede crecer bastante deprisa para mantener el mismo ritmo que la dilución, y el cultivo sale del quimiostato. En el otro extremo, a ritmos de dilución muy bajos, una fracción grande de células puede morir de inanición ya que el nutriente limitante no es añadida con suficiente rapidez para permitir el mantenimiento del metabolismo celular.
Probablemente, hay una cantidad mínima de nutriente necesaria para mantener estructura y la integridad celular, llamada energía de mantenimiento, y este nutriente no está disponible para la biosíntesis ni para el crecimiento celular. Así, a ritmos muy bajos de dilución es probable que no se mantengan las condiciones del estado de equilibrio y la población será eliminada lentamente del quimiostato.
La densidad celular en el quimiostato es controlada por el nivel del nutriente limitante. Si la concentración de este nutriente en el medio que entra es aumentada, permaneciendo constante el ritmo de dilución, la densidad celular aumentará aunque el ritmo de crecimiento continuará siendo el mismo. Así, pues, ajustando el ritmo de dilución y el nivel de nutriente, el experimentador puede obtener a voluntad una variedad de densidades de población de diversos ritmos de crecimiento.
Rapidez cinética de dilución:
De la cinética se conoce que uno de los modelos más ampliamente aceptados en Enzimología es el de Michaelis-Menton, quienes han propuesto una ecuación para ligar la velocidad de formación de producto, con la máxima velocidad de producción, V, con la concentración del sustrato, S, y con la constante de Michaelis-Menten (que a su vez relaciona la constante de equilibrio de la disociación del complejo enzima-sustrato con las constantes de velocidad de formación de producto y de formación del complejo enzima-sustrato) km:
? = VS/(km + S) (Ec.10.7.3-1) En los procesos de Biomasa, el producto de la fermentación es precisamente la masa molecular, en consecuencia ? es equivalente a la velocidad de crecimiento específico µ, h –1, y V equivalente a µ max de tal manera que el modelo propuesto por Monod es el siguiente:
µ = µ max S/(Ks + S) (Ec. 10.7.3-2) Donde Ks es la constante de saturación, g/l y numéricamente es igual a S para cuando µ = ½ µ max.
Productividad:
Los cultivos continuos tienen cierta ventaja con relación a los cultivos por lotes. Pueden operar por largos períodos de tiempo y tener niveles de crecimiento constantes, la productividad puede ser mayor, en comparación al método por lotes, se maximiza la conversión y se reducen los problemas de inhibición del sustrato por el mantenimiento de sustrato residual de baja concentración. También tiene inconvenientes, lo cual consiste en la sofisticación técnica y control, costo de instalación inicial alto debido al suministro continuo de nutrientes estériles y la continua separación de productos.
Determinación de las constantes cinéticas y de rendimiento:
Se sugiere que cuando el crecimiento se realiza a gran velocidad y cuando la concentración de sustrato es alta, se pueden considerar las siguientes relaciones:
Y = -dx (Ec. 10.7.5-1) ds o lo que es lo mismo dx = Y ds (Ec. 10.7.5-2) dt dt Sin embargo hay ocasiones que el sustrato se consume también en "mantenimiento del sistema", tal es el caso de la glucosa que puede emplear un microorganismo para respirar pero no para la multiplicación. Por este motivo a bajas concentraciones la expresión de rendimiento debe incluir un factor que contabilice el sustrato limitante que se consume en "mantenimiento" y la ecuación sugerida es la siguiente:
rx + dx =- Y ds (Ec. 10.7.5-3) dt dt donde :
r = requerimiento, para mantenimiento específico de sustrato limitante por unidad de masa molecular.
Desviaciones de la conducta ideal del quimiostato:
Monod encontró que cuando se opera con el "Quimiostato" y existe un solo sustrato limitante, tiene vigencia satisfactoria un modelo muy simple que se parece al modelo de Michaelis-Menten de la cinética enzimática. El sustrato limitante se caracteriza porque al modificar su concentración se afecta a la formación de productos. Al consumo de sustrato por el microorganismo, y al crecimiento mismo del microorganismo. El modelo propuesto por Menod ha sido comprobado experimentalmente razón por la que tiene mucha aceptación. Con este modelo se describen muy satisfactoriamente los procesos de Biomasa de tal manera que se utiliza como criterio de diseño en Fermentación Continua.
Modificaciones a la teoría básica del quimiostato:
Cuando X aumenta.- Considerando las ecuaciones anteriores, se observa que al aumentar X, la concentración de sustrato S tiene que disminuir, lo cual implica que µ debe disminuir. Lo que se ha asumido significa que, S ? 0. Pero la disminución de µ a su vez implica un efecto contrario al supuesto al principio.
Cuando X disminuye. Implica también que S ? 0.
Al disminuirse la concentración de microorganismos aumenta la concentración de sustrato S, por lo que debe aumentar µ con lo que se produce el efecto contrario al que se supuso.
Cuando aumenta F. Considerando que el factor de dilución D es la relación entre caudal de alimentación y el volumen de sustrato fermentescible y debiendo permanecer V constante en razón de o asumido para definir el Quimiostato, el único parámetro de operación es F.
F = VD (Ec. 10.7.7-1) Esto es que al aumentar el caudal F, aumenta el factor de dilución D provocándose el "lavado" del reactor, es decir hay disminución de la concentración celular X.
De los análisis realizados se puede concluir que es conveniente que la concentración del sustrato de salida S sea lo más bajo posible, pero en cambio que la velocidad de reproducción o de crecimiento del microorganismo X sea lo más alto posible. Sin embargo se debe también puntualizar que:
Si el sustrato es barato puede lograrse la máxima conversión lo cual permite trabajar con valores de D correspondientes al máximo valor X
Si el sustrato es costoso, no se puede trabajar con el factor de dilución D demasiado alto con lo que X es menor que el valor óptimo.
Ventajas del cultivo continuo sobre el cultivo por lotes:
Las ventajas de este tipo de cultivo se las puede enumerar de la siguiente manera:
Opera por periodos largos; tiempos muertos bajos
Costos de operación y trabajo bajos
El cultivo se mantiene con coeficientes de crecimiento constantes
Crecimiento balanceado, composición celular constante
Generación de biomasa constante como productividad y conversión
Volumen de reactor reducido en comparación a la productividad similar en proceso por lotes
Desventajas del cultivo continuo sobre el cultivo por lotes:
Las desventajas de este tipo de cultivo se las puede enumerar de la siguiente manera:
Alto costo por alta calidad de equipos y accesorios
Requiere gran reservorio para almacenamiento de MÉDIUM o suministro continuado de sustrato.
Esterilización continuada, separación continuada de producto y niveles de purificación
Biosensores sofisticados y automatización computarizada para operación óptima
Se incrementa el riesgo de contaminación debido a la amplia operación
Posibilidad de mutación, incremento de FAGOS por los cambios genéticos debido a la presencia de plasmidios e incremento de estos
La conversión total de sustrato exige sistema de multiniveles, inmovilización celular o recirculación celular que encarece el costo de operación.
10.8 Aplicaciones del cultivo continuo
En todos los sistemas de cultivo continuo las densidades de población son mantenidas a niveles considerablemente bajos que los que se presentan en la fase estacionaria del crecimiento. El tipo más simple de sistema de cultivo continuo que hay que comprender es el llamado turbidostato. En este sistema la turbidez del cultivo es medida fotoeléctricamente y la señal eléctrica se utiliza para controlar una bomba que añade medio de cultivo a fin de diluir el cultivo a un ritmo justamente suficiente para equilibrar el aumento de turbidez debido al crecimiento. El dispositivo está ajustado de tal modo que una turbidez determinada puede ser mantenida indefinidamente. Si se desea poca turbidez, el medio se añade más rápidamente, mientras que si se desea un alto grado de turbidez el medio se añade más lentamente. El medio utilizado contiene todos los nutrientes esenciales en exceso, de forma que la población crece en una manera similar a la fase exponencial. En el turbidostato el ritmo de crecimiento no es controlado por el investigador, sino por condiciones internas del sistema tales como las condiciones ambientales utilizadas, la especie de organismo y el medio. Los turbidostatos son dispositivos útiles para proporcionar aportaciones continuas de células en estados fisiológicamente controlados, y pueden ser especialmente importantes en la microbiología industrial, campo en el que los procesos de producción continua suelen ser más económicos.
En otro tipo de dispositivo de cultivo continuo, el quimiostato, tanto la densidad de población como el ritmo de crecimiento son controlados por el investigador. Para la regulación del quimiostato se utilizan dos elementos: el ritmo de flujo y la concentración de un nutriente limitante, como una fuente de carbono, de energía o de nitrógeno, o factor de crecimiento.
Conclusiones
El cálculo del número de células que existen en una suspensión se puede llevar a cabo mediante el recuento celular (microscopía, número de colonias), masa celular (peso seco, medida del nitrógeno celular, turbidimetría) o actividad celular (grado de actividad bioquímica con relación al tamaño de la población). Todos estos métodos se clasifican en dos apartados: métodos directos y métodos indirectos.
El peso seco (contenido de sólidos) de las células bacterianas que se encuentran en una suspensión se obtiene por el secado de un volumen en un horno a 105°C hasta peso constante. Esta técnica es útil para grandes volúmenes de muestra, debido a que diferencias del orden de los miligramos representan el peso de un gran número de bacterias. La desventaja de este método es que componentes volátiles de la célula pueden perderse por el secado y puede existir alguna degradación. También la muestra seca puede recobrar humedad durante el pesado, principalmente si el ambiente tiene una humedad relativa alta.
Los métodos de dispersión de la luz son las técnicas más utilizadas para monitorear el crecimiento de los cultivos bacterianos. Son muy útiles y poderosos pero pueden llevar a resultados erróneos. Principalmente, dan información sobre el peso seco (contenido macromolecular).
El crecimiento de una población bacteriana puede ser entendido desde diferentes perspectivas y de acuerdo a éstas se puede llegar a determinar la medida del crecimiento mediante diversas metodologías. Para algunos, el crecimiento es la capacidad para multiplicarse que tienen las células individuales, esto es iniciar y completar una división celular.
Todos los microorganismos tienen una temperatura óptima de crecimiento. Esto significa que a determinada temperatura la velocidad de duplicación (o la velocidad de crecimiento poblacional) de los microorganismos es mayor. Hay que tener en cuenta que no todos los microorganismos crecen en el mismo rango de temperaturas.
El efecto de la concentración del nutriente sobre el crecimiento total es fácil de comprender, ya que gran parte del nutriente se convierte en material celular, y por tanto, si se limita la cantidad de nutriente se convierte en material celular. La razón del efecto de las concentraciones muy bajas de nutriente sobre el ritmo de crecimiento es más incierta. Una opinión es que a estas bajas concentraciones de nutriente éste no puede ser transportado a la célula a una velocidad suficiente para satisfacer todas las demandas metabólicas de nutriente. Es presumible que no todos los lugares transportadores están ocupados. Esta propiedad de alterar el ritmo de crecimiento mediante la concentración del nutriente se utiliza en el aparato de cultivo continuo llamado quimiostato.
Aplicaciones: El conocimiento de la cinética de crecimiento de los microorganismos es de sumo interés en el campo industrial, ya que permite conocer la manera de reproducción de las bacterias, permitiendo desarrollar métodos de catalización e inhibición de éstos y de prevención en caso de que el crecimiento sea en una forma desproporcionada y peligrosa. Además este conocimiento ayuda en diferentes campos, como por ejemplo, el alimenticio, en el cual el conocimiento de la cinética de crecimiento microbiano es un parámetro que indica la forma en que se deben colocar los preservantes en un producto determinado. En general las aplicaciones de éste tema son innumerables y ya se han detallado con bastante amplitud en puntos anteriores.
Referencias bibliográficas
Citas bibliográficas:
(1) VARIOS, "Los Microorganismos", ed. Círculo de Lectores, cuarta edición, Barcelona, 1998, p.576.
(2) Idem (1), p. 587.
(3) Idem (1), p. 592.
(4) VARIOS, "Enciclopedia Autodidáctica", tomo III, ed. Quillet, primera edición, Barcelona, 1999, p. 349.
(5) Idem (4), p. 355.
Bibliografía
Aurelio Hernández Muñoz, "Microbiología", Editorial Paraninfo, Madrid, 1997. VARIOS, "Enciclopedia Autodidáctica", Editorial Quillet, Barcelona, 1998.
VARIOS, "Los Microorganismos", ed. Círculo Lectores, 4ta edición, Barcelona, 1998
Url
http://www.promusmex.com
http://www.geocities.com http://www.monografía.com
http://www.microbiología.com
http://www.biol.unlp.edu.ar/alimentos/ASIGNFERMEN.htm
http://www.uib.es/depart/dba/microcore/
Autor:
Arias Edison – Lastra Jorge
Bart_j_s[arroba]hotmail.com
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