Hibridación y comparación de la F1 con sus progenitores en tres cultivares de quinua (Chenopodium quinoa Willd.) en Puno, Perú (página 2)

Por las razones expuestas, en el presente trabajo de
investigación se planteó los
siguientes objetivos:

• Híbridar el cultivar Pasankalla, con los
  cultivares Salcedo-INIA y Choclo.
• Comparar el tamaño de grano de la
  F1 con sus progenitores de grano grande y grano
  pequeño.
• Equiparar la longitud de panoja entre la
  F1 y sus progenitores.
• Confrontar el diámetro de panoja de la
  F1 con sus progenitores.
• Comparar la precocidad de la F1 con sus
  progenitores.

2. REVISIÓN DE
LITERATURA

2.1 Cultivares de quinua (Chenopodium
quinoa Willd)

Los cultivares de quinua considerados para el presente
trabajo de investigación fueron:

2.1.1 Pasankalla

Gonzales (1979) describe a este cultivar en la
última fase fenológica de la siguiente manera:
periodo vegetativo de 157 días, 73.7 cm de altura de
planta, 25.0 g de biomasa aérea, panoja glomerulada de
24.4 cm de longitud, 3.5 cm de diámetro, 15.5 g de peso
por panoja, 35 glomérulos por panoja y con rendimiento de
10.4 g de grano por panoja, 2180 kg/ha (grano), y 3488 kg/ha
(broza), 2.2 mm de tamaño de grano y de forma
lenticular.

2.1.2 Salcedo INIA

Ballena (2000) afirma que este cultivar Salcedo INIA, se
obtuvo por selección
surco panoja a partir de la introducción de material genético de
la cruza de las variedades "Real Boliviana" x "Sajama". Material
genético introducido a través del Programa Nacional
de Cultivos Andinos, en el año de 1989, inicialmente se
procedió a seleccionar plantas
adecuadas, para las condiciones agroecológicas de las
áreas dedicadas al cultivo de quinua en el departamento de
Puno, en las pruebas de
rendimiento, estabilidad fenotípica, comprobación y
producción de semilla básica 1989 a
1995. Esta variedad es de grano grande de 1.8 a 2.0 mm de
diámetro, de color blanco,
panoja glomérulada, densidad
intermedia, 70 cm de longitud de panoja, periodo vegetativo de
160 días (precoz), con rendimientos de 10.8 g de grano por
panoja, 2500 kg/ha (a nivel experimental), resistente a heladas
(-20C) y es tolerante al mildiú.

2.1.3 Choclo

Este cultivar fue adquirido por el autor del presente
trabajo de investigación de la feria dominical de Chucuito
(Puno), en el año 2002; este cultivar es conocido por los
agricultores de Chucuito con el nombre vulgar de "Choclo", la
cual se asemeja a la raza Potosí que describe Tapia et
al (1979), de la siguiente manera: es una raza que se cultiva
tanto en el departamento de Potosí (Bolivia) como
a lo largo del valle de Sicuani en el Departamento del Cuzco
(Perú). Probablemente tiene su origen en Potosí por
la enorme variación observada. En Bolivia se encuentra en
las regiones de Don Diego, Chinoli, Puna y Lequezana y en el
Perú en La Raya, Sicuani, Maranganí y Urubamba. Los
números típicos de colección son 784, 803,
805, 808, 818, 1185. Hábito ramificado con la panoja bien
diferenciada. Plantas de alturas variables de
80 a 130 cm y de colores rojo,
púrpura y verde. Hojas romboidales con pocos dientes o sin
ellos, de 5 a 8 cm de largo y de 4 a 7 cm de ancho.
Inflorescencia amarantiforme casi siempre con ramificaciones de
los glomérulos de 3 a 6 cm de largo y de 10 a 18 mm de
diámetro. Semillas amargas, con el pericarpio rojo,
amarillo y blanco y grano de tamaño pequeño,
mediano y grande.

2.2 Morfología
y anatomía
de los órganos reproductores de la quinua

Según Cornejo (1976) describe de la siguiente
manera:

Características de la flor. Flores
incompletas, desprovistas de sépalos, conformada por una
corola tépalo-sepaloide generalmente constituida por tres
piezas florales.

Estructura de los tépalo-sepaloides. Dos
epidermis envuelven a un mesófilo integrado por células
poliédricas y haces libero-leñosos, presentan
coloración verde amarillenta debido a los cloroplastos
epidérmicos.

Estructura de los estambres: a) Presentan un
filamento cuyo corte transversal muestra un
parénquima rodeado de una epidermis, y que contiene un haz
líbero-leñoso, b) Son amarillo intenso cuando
están maduras. Se realizaron cortes transversales en
anteras aún jóvenes cuando apenas mostraban
coloración, ya que no se rompen fácilmente al hacer
la preparación microscópica. Comprende de tres
partes: 1) una epidermis que envuelve a toda la antera; 2) cuatro
sacos polínicos agrupados dos a dos, fusionados por uno de
sus lados, constituyendo una cámara polínica. Dos o
tres capas de células limitan cada saco portador de grano
de polen. La capa periférica o mecánica, envuelve la cara externa de cada
uno de los sacos polínicos, las membranas de sus
células muestran unos engrosamientos lignificados por su
cara interna y lateral, mientras que la externa se muestra
delgada y de naturaleza
celulósica; 3) Un haz líbero-leñoso central,
englobado dentro de un parénquima que viene a ser la
prolongación del filamento.

Estructura de los granos de polen. Los cortes son
difíciles de practicar, porque, cada uno de ellos se
compone de una célula
recubierta por dos membranas (la exina, membrana exterior,
coloreada, gruesa y resistente, muestra aberturas o poros,
pequeñas asperezas en su borde externo, constituido por
esporopolenina; la interior o interina, delgada y continua, se
halla inmediatamente después de la exina, constituye el
fondo de los poros, que posteriormente durante la fecundación se convertirá en tubo
polínico, está constituido por pectina; y un
citoplasma denso, que contiene: un núcleo vegetativo
grueso y otro reproductor, más pequeño, cada uno de
los cuales poseen cromosomas).

Estructura de los carpelos. Al desarrollar el
ovario, se transforma en fruto, por ello, para estudiar la
estructura del
ovario, cortamos transversalmente el ovario en vías de
transformarse en fruto. En el espesor de la pared, se puede
observar: una epidermis provista de estomas, un parénquima
en el se hallan dispersos haces libero-leñosos, uno de
ellos situado en la línea media de la hoja, en lado
opuesto a la soldadura;
otros dos, a ambos lados de la cicatriz abultada de la placenta y
otros más (una epidermis interna y dos tejidos
conductores, o bandas de células nutritivas, que discurren
a ambos lados de la soldadura, por el interior del ovario). En
resumen, el ovario presenta la estructura de una hoja, cuyos
bordes engrosados y soldados uno con otro, soportan dos bandas
del tejido conductor.

Estilo. La sección transversal del estilo,
ofrece un aspecto casi circular, y muestra: una epidermis y un
parénquima que contiene un haz líbero-leñoso
y un tejido conductor, que es prolongación del
ovario.

Estigma. Es el ensanchamiento del tejido
conductor en la parte superior del estilo, en su superficie posee
unas células que se desarrollan constituyendo unas
papilas, las cuales segregan un líquido viscoso que las
recubre por completo.

Óvulo. Constituido de la siguiente
manera:

Constitución externa. Cortando
transversalmente un ovario se observa un solo lóculo o
cámara, el que contiene un solo óvulo unido a la
placenta, por un cordón o pedúnculo, el
funículo, que parte de un punto llamado hilio. Dos
tegumentos, uno externo o primina y otro interno o secundina,
recubren el óvulo por todas partes, excepto por el
micrópilo.

Constitución interna. Parte interior de
los tegumentos, el parénquima del óvulo contiene el
saco embrionario, que es un conjunto de masas
citoplasmáticas, cada una de las cuales envuelve a un
núcleo. Dos de estos conjuntos,
integrados por núcleo y protoplasma, desempeñan un
papel fundamental en la transformación del óvulo en
semilla. Son los siguientes: la oosfera o gameto femenino,
situado junto al micrópilo y el núcleo secundario,
situado en el centro del saco embrionario, existen otras
células, denominadas sinérgidas y antípodas las que se desintegran durante la
ovulación, los tegumentos se une a la nucecilla u
óvulo en la región denominada chalaza, por donde un
haz líbero-leñoso, procedente de la placenta, se
divide y penetra en la primina, este óvulo de la quinua
presenta un tipo campilotrópico o anfítropo que se
reconoce por la curvatura de su región intermedia que hace
se aproxime del hilio y la chalaza.

2.3 Biología
floral

Lescano (1994) fundamenta que en la quinua primero se
empezó a estudiar la biología floral, por lo tanto
se tienen más avances, lo cual ha permitido, afinar y
mejorar, principalmente la hibridación. Erquinigo (1970)
estudió la biología floral en los genotipos Real de
Bolivia y Chewecca de Orurillo, Perú, donde observa una
marcada ginomonoicia, seguida de androesterilidad, la
mayoría de las flores presentan autogamia, seguida de
marcada alogamia, con presencia de flores pístiladas que
aperturan las posibilidades de alogamia. Ignacio y Vera (1976)
observaron que la máxima intensidad de floración se
presentó a las 10:00 a.m. (26.62%), medio día
(37.87%) y a las 2:00 p.m. (27.88%); donde se considera entre las
10:00 a.m. y 2:00 p.m. como horas más adecuadas para la
realización de cruzamientos artificiales.

2.4 Formula floral

Cornejo (1976) indica para el cultivo de quinua, de la
siguiente manera: flor sésil-hipogina-con tépalos
sépaloides. Su formula es:

2.5 La mejora como actividad

Según Cubero (2003), el material vegetal lo
constituye tanto las formas cultivadas como las silvestres
relacionadas con ellas:

• Los productos de
  la labor del agricultor y del mejorador que en el principio,
  fueron una misma cosa son: razas locales, variedades modernas,
  variedades sintéticas, híbridos y
  clones;
• las formas de las que aquellas derivan: especies o
  razas silvestres o espontáneas, malas hierbas
  compañeras;
• los materiales
  de todo tipo de los que extraer caracteres útiles y por
  tanto, teniendo en cuenta el éxito
  de la aplicación de las técnicas
  de ingeniería
  genética, cualquier material
  biológico.

2.6 Las operaciones
básicas de la mejora

Cubero (2003) establece que las fundamentales son la
selección y el cruzamiento a las que recientemente se ha
añadido la ingeniería genética.
En ellas se incrementaron diversas técnicas, todas ellas
creadas en el siglo XX y generalmente descritas en los textos de
mejora como "técnicas especiales", para crear nuevas
fuentes de
variación: mutación inducida, cambios
cromosómicos, y genómicos y cultivo de tejidos. He
aquí, también brevemente descritos, los métodos
básicos de mejora:

Selección simple (masal). Consiste en
elegir las mejores plantas de una población que se mezclan para constituir la
generación del año siguiente. La selección
simple admite infinitas variantes, normalmente aplicadas en
combinación con el cruzamiento. Tiene por inconveniente
principal: si la forma deseada no esta en la población de
partida, la selección es inútil.

Cruzamiento. Se utiliza cuando no disponemos de
ninguna población en la que seleccionar el tipo buscado.
Debemos entonces combinar en una misma variedad caracteres de
varios orígenes, o simplemente introducir en nuestro
material caracteres de otras variedades, incluso de otras
especies que admiten las posibilidades de cruzamiento con la
nuestra.

Ingeniería genética. Método
reciente de mejora. Consiste en la introducción de un gen
de una especie a otra sin recurrir al cruzamiento, junto a los
métodos básicos anteriores o, mejor dicho,
imbricados en ellos, existen una serie de técnicas de
antaño tenidas por especiales, no teniendo tal
consideración por ser de aplicación común;
son:

Mutación inducida. Hasta la llegada del
manejo del ADN en laboratorio
fue la única fuente de nuevos genes. Se han utilizado
mutágenos físicos (los más importantes han
sido los rayos X, gamma y
UV) aunque ahora se prefiere mutágenos químicos de
baja toxicidad como el EMS (etil metasulfonato). Su mayor
inconveniente radica en que va acompañada de mutaciones
indeseables que hay que eliminar, pues no se ha conseguido el
sueño dorado de conseguir con mutágenos ad
hoc, la mutación dirigida.

Manipulación cromosómica. Pueden
señalarse la duplicación de cromosomas de una
especie con sustancias como la colchicina, la obtención de
aneuploides y de cambios estructurales en el cromosoma. La
primera (poliploidización) permite obtener variedades de
una especie con distinto número cromosómico o bien
auténticas nuevas especies mediante la duplicación
de los cromosomas de un híbrido interespecífico,
consiguiéndose, pues, un aloploide.

Cultivo in vitro. Procedimiento
eficaz de clonación para plantas que no se propagan
así de forma natural y proporciona nuevas técnicas
de gran valor. He
aquí las más conocidas: cultivo de anteras (en
realidad, de granos de polen) o de microsporas, lo que
proporciona haploides del material en estudio y, mediante la
duplicación del complemento cromosómico,
líneas puras de forma directa facilitando la mejora de
especies poliploides; fusión de
protoplastos para obtener híbridos somáticos entre
variedades de una especie o entre especies distintas, y
selección in vitro, por ejemplo para detectar
resistencia a una
toxina o a un estrés
ambiental (salinidad, por ejemplo). El cultivo de tejidos es,
además, esencial para hacer viable el uso en Mejora
Vegetal de las técnicas de ingeniería
genética.

2.7 Métodos de mejoramiento en las especies
con autofecundación

Poehlman (1992) menciona sobre los principales
métodos para crear nuevas variedades de las especies de
autofecundación son: a) introducción, b)
selección y c) hibridación. Una
consideración que debe recordarse en el mejoramiento de
las especies de autofecundación es que en el campo se
puede cultivar un gran número de plantas diferentes
genéticamente unas al lado de las otras con reproducción natural.

2.5.1 Hibridación

En el método de hibridación para el
mejoramiento de especies autofecundadas se cruzan dos variedades,
se seleccionan en las descendencias segregantes. Las plantas en
las cuales se combinen los caracteres deseables de los
progenitores, para su multiplicación y prueba. Mediante
hibridación se pueden combinar las mejores
características de las variedades progenitoras en una
línea pura que se reproduzca idéntica a sí
misma. Además de combinar características visibles
de los progenitores por hibridación, también es
posible seleccionar plantas de la progenie de una cruza, que
puedan ser superiores a los progenitores en
características de naturaleza cuantitativa, como el
rendimiento, el peso específico de los granos, la tolerancia a
bajas temperaturas, o la paja más resistente, cuya
herencia
está determinada por genes múltiples. En el
método de hibridación para el mejoramiento de las
especies autofecundadas, las variedades progenitoras se polinizan
por cruzamiento artificial. La polinización cruzada
artificial es relativamente fácil en el caso de los
cereales menores que tienen órganos florales grandes. Es
más laborioso en especies como la soja, que tienen
flores de menor tamaño. La técnica del cruzamiento
consiste en la remoción de las anteras antes de que el
polen se derrame y sea diseminado, colectando polen viable del
progenitor masculino y llevándolo al estigma de la planta
emasculada. Los procedimientos
exactos para la emasculación y recolección de polen
varían según la especie, requiriéndose por
lo tanto un absoluto conocimiento
de los hábitos de floración de la especie con que
se está trabajando. En algunas especies autofecundadas,
como la cebada por ejemplo, el proceso de
emasculación se puede eliminar mediante el uso de plantas
con esterilidad masculina que tienen anteras estériles y
que no producen polen. Si las variedades progenitoras de una
cruza son líneas puras, todas las plantas de cada variedad
serán homozigóticas e idénticas (Poehlman,
1992).

Reyes (1985) indica que este método consiste en
el apareamiento controlado de individuos genéticamente
diferentes. Elliott (1964) señala que la
hibridación proporciona el medio por el cual se
efectúa nuevas recombinaciones, ahora debemos considerar a
la hibridación que emplea el fitotécnico para
acelerar o mejorar los procesos
naturales en el desarrollo de
nuevas variedades para usos específicos.

Emasculación. Allard (1980) menciona sobre
otras técnicas de emasculación, como la exposición
de las flores al calor, o al
frío, o a compuestos químicos tales como el
alcohol. Estas
técnicas se basan en el hecho de que el polen es
generalmente más sensible a las condiciones ambientales
desfavorables que el estigma. Se puede encontrar un tiempo de
exposición que destruya la viabilidad del polen sin
dañar excesivamente los órganos florales
importantes; cuando se utiliza la temperatura
como agente emasculante, el procedimiento general será
sumergir las flores en agua mantenida
en la temperatura apropiada en una botella de boca ancha
termoestable. Otra técnica para evitar la
emasculación a mano es el empleo de la
succión, por este método se elimina el polen
adherido al estigma. En la actualidad se reconoce la efectividad
de la emasculación genética por genes
androésteriles y esta técnica probablemente se
utilizará más en el futuro.

Se utiliza el método de agua caliente sumergiendo
la panicula del arroz en agua de un termo a 40o a
44oC durante 10 minutos. Las panículas que
están en el tercer o cuarto día de floración
son las que se utilizan como progenitores femeninos.
Aproximadamente una hora antes de la floración normal, se
dobla el tallo para introducir la panícula dentro del agua
(cuidadosamente para evitar su rotura). El termo puede sostenerse
en un recipiente de forma de la antera, a un ángulo de
unos 35 grados para evitar pérdidas de agua. Para producir
esterilidad masculina genética o citoplásmica en el
algodón
se ha sugerido un método para inducir un alto grado de
esterilidad masculina aplicando en aspersión a las plantas
un gametocida químico, dicloroisobutirato de sodio, varias
semanas antes de la floración. La utilización de
este método requiere mayor estudio (Poehlman, 1992). Los
gametocidas son subsustancias químicas (ácido
giberelico, hidracidas, isoburatos, etc.) que destruyen la
formación o la fertilidad del polen. Hasta ahora no los
hay buenos (es decir no producen androesterilidad perfecta o
causan fitotoxicidad), pero en el futuro puede cambiar la
situación dado el interés
económico en obtenerlos (Cubero, 2003).

Polinización. Brauer (1986) afirma que
una vez que se ha hecho la castración de alguna manera, se
procede a colectar el polen y se lleva artificialmente a los
órganos femeninos cuando se quieren hacer cruzamientos
entre individuos en particular. Reyes (1985) describe que este
método consiste en el apareamiento controlado de
individuos genéticamente diferentes, y el estudio de la
progenie, asociando la endogamia o consanguinidad durante el
proceso. Se usará la siguiente nomenclatura: si
A es un progenitor femenino (♀) y B es un progenitor
masculino (♂), los hijos de la primera (F1) y
segunda (F2) generación se indica conforme al
siguiente esquema:

Allard (1980) afirma que las polinizaciones deben
hacerse a mano; pero en algunos casos se utilizan insectos
polinizadores. Se necesitan cierto tipo de cajas para poner los
insectos deseados en contacto con las plantas que se han de
cruzar y excluir otros polinizadores, esta técnica se
utilizó con éxito en cebollas donde los
polinizadores fueron moscas, con trébol rojo, usando
abejas como vectores y en
otras especies. Poehlman (1992) menciona que en la planta de
arroz la polinización se lleva a cabo un día
después de la emasculación.

Significación genética del
método de polinización. Poehlman (1992) indica
que las plantas que normalmente se autofecundan difieren su
composición genética de las plantas que normalmente
son de polinización cruzada. Es normal que las plantas de
las especies con autofecundación sean homocigotas. Esta
suposición puede hacerse debido a que: a) los pares
homozigóticos (AA o aa) permanecen homozigóticos
después de la autofecundación; b) los pares de
genes heterozigóticos (Aa), segregan produciendo genotipos
homozigóticos y heterozigóticos en iguales
proporciones. Mediante las autofecundaciones, la heterosis
disminuye en una mitad en cada autofecundación sucesiva.
En realidad una población mixta de una especie de
autofecundación es una mezcla de genotipos
homozigóticos. Si los genotipos homozigóticos
individuales se aíslan y se multiplican, cada uno produce
una población pura. Pueden aparecer plantas heterozigotas
en una población homozigota, de una especie
autógama por polinización cruzada natural o por
mutaciones, pero estas progenies de plantas heterozigotas
segregan rápidamente de nuevo en genotipos que se
reproducen dando descendencias idénticas a sí
mismos.

2.8 Genética y herencia

Indudablemente la quinua es la especie mejor adaptada a
las condiciones semiáridas y frías del altiplano
peruano-boliviano, donde la producción de alimentos tiene
especial importancia para soportar una población
creciente, tanto rural como urbana. El
conocimiento de la herencia de algunos caracteres tan simples
como el color de la planta, que son independientes del
rendimiento, es de enorme importancia para la producción
comercial de la quinua, a fin de prevenir mezclas en el
campo que pueden afectar la calidad del
grano. Por ejemplo, para evitar la
contaminación de las quinuas dulces con las silvestres
que son amargas, puede ser conveniente la producción de
variedades rojas, porque de este modo se podrían eliminar
en los campos de producción de semilla certificada las
plantas silvestres que son de color verde con raras excepciones.
La herencia de los caracteres anotados se ha empezado a estudiar,
es mucho lo que queda por investigar, si se trata de comparar con
los conocimientos que se tienen sobre la genética de otras
especies como el trigo, la papa, el algodón, el sorgo o
cualquier otra que se cultiva en el hemisferio norte. La quinua
presenta una gran variación en cuanto a color de la planta
y del fruto, no solamente por la diversidad sino también
por el contraste. Son igualmente variables la altura sobre el
nivel del mar en que se cultiva, y su adaptación a las
diferentes condiciones ambientales típicas de los Andes.
La altitud para el cultivo comercial varía desde el nivel
del mar a 4000 msnm, la temperatura media entre 10o a
20oC y la precipitación pluviométrica de
200 a 800 mm (Tapia et al., 1979).

2.8.1 Genética de la quinua

Fenotipo y genotipo. Según Cubero (2003)
describe un ejemplo de fenotipo y genotipo de la siguiente
manera: El individuo A
homocigoto para AA tendrá sus flores rojas; aa las
tendrá blancas. A la manifestación del genotipo en
forma de carácter visible le llamamos (fenotipo).
Así pues, a un genotipo AA le corresponde un fenotipo
"flor roja", y al genotipo aa un fenotipo "flor blanca". IICA
et al. (2005) afirman que la expresión de los
caracteres de una planta, es decir, aquello que se puede ver o
medir (peso, color, rendimiento, precocidad, resistencia), se
llama fenotipo. El fenotipo es el resultado de las influencias
interactivas del genotipo (totalidad de los genes) y del ambiente;
Cubero (2003) menciona que cuando varios genotipos se expresan de
diferente manera en distintos ambientes se dice que hay interacción genotipo-ambiente. Es obvio que
siempre existirá si los ambientes son muy extensos, pues
no se conoce genotipo alguno de ninguna especie que se comporte
de igual forma en el Circulo Polar Ártico y en la selva
tropical. Ver Figura 1.

Figura 1. Fenotipo de la
planta

El genotipo fija el potencial de la planta. Un mal
manejo o un clima
desfavorable no permite de aprovechar este potencial al
máximo. Por otro lado, ni el mejor manejo puede llegar a
resultados buenos, si el genotipo no ofrece el potencial
suficiente. El genotipo es la totalidad de los genes, que se
encuentran en los cromosomas. Un gen sometido a mutaciones en el
transcurso de tiempo, puede tener diferentes estados. Estos
estados se llaman alelos. Como la quinua es un tetraploide, un
gen puede tener en la misma planta 4 diferentes alelos del mismo
gen, uno en cada uno de los 4 genomios. Los alelos pueden
reaccionar dominante, recesivo o aditivo. Si los 4 alelos de un
gen son idénticos, la planta es homocigótica para
éste carácter. Si un alelo o más son
diferentes, la planta es heterocigótica para éste
carácter El color rojo de la planta es dominante sobre el
color púrpura y este a su vez es dominante sobre el verde.
La forma glomerulada de la panoja domina sobre la forma
amarantiforme. El carácter amargo del grano es dominante
sobre el carácter dulce. Axilares pigmentados dominan
sobre axilares normales. El grano normal es dominante sobre el
grano Chullpi (perisperma cristalino). La fertilidad masculina
domina sobre la androesterilidad. El color negro del grano es
dominante sobre cualquier otro color (IICA et al.,
2005).

Los cromosomas. IICA et al. (2005)
mencionan que los cromosomas se encuentran en el núcleo
celular y son los portadores de los genes y por ende de la
sustancia hereditaria. La quinua cultivada tiene 36 cromosomas,
repartidos en 4 genomios con el número básico de x
= 9 cromosomas, es decir, la quinua es un tetraploide, con 4x =
36 cromosomas. Como esta tetraploidia es el resultado, de un
cruce de dos diferentes especies diploides (con 2n = 18), la
quinua es más específicamente un alotetraploide con
2n=4x=36 cromosomas.

2.8.2 Herencia de algunos caracteres

Las investigaciones
sobre la heredabilidad de caracteres en la quinua son escasas,
sin embargo, se destaca los trabajos conducidos por (Mujica,
1988). El citado autor estudió los parámetros
genéticos y ha construido una serie de índices de
selección en la quinua. Determinó la heredabilidad
del carácter rendimiento y algunos caracteres considerados
componentes del rendimiento. La variable días a la
floración es la que presenta la heredabilidad más
alta entre los caracteres estudiados, siendo esta de 0.82 y el de
menor heredabilidad, el rendimiento (Cuadro 1)

Cuadro 1. Heredabilidad, correlaciones,
varianzas y covarianzas genotípicas y fenotípicas
del rendimiento y siete variables correlacionadas con el
rendimiento.

* y ** significación al 0.05 y
0.01 respectivamente

h2 :Heredabilidad

rg y
rp :Correlación genotípica y
fenotípica

VG y VP :
Varianza genotípica y Varianza
fenotípica

VGG y VPP :
Covarianza genotípica y fenotípica

Fuente: Mújica, 1988

IICA et al. (2005) mencionan que, para realizar
con éxito programas de
fitomejoramiento es indispensable conocer la herencia de los
caracteres a ser mejorados. En el Cuadro 2 (Herencia de algunos
características fenotípicas y genotípicas)
se presentan los conocimientos obtenidos hasta el momento sobre
el comportamiento
hereditario de algunas características de la
quinua.

Cuadro 2. Herencia de algunas
características fenotípicas y
genotípicas.

Herencia del color de la planta. Las plantas de
quinua se pueden agrupar en base a tres colores básicos:
rojo, púrpura y verde. La planta roja tiene el tallo, las
hojas y panoja rojos; la púrpura tiene este color en las
hojas apicales y la panoja, aunque algunas veces cuando
están entrando a la madurez se tornan amarillas;
finalmente, la verde tiene el tallo, las hojas y la panoja verdes
(Tapia et al., 1979).

2.9 Métodos de mejoramiento en quinua y
cañihua

Lescano (1994) afirma que todavía falta mucho por
conocer sobre el comportamiento biológico de la quinua, y
peor aún de la cañihua, se vienen practicando
mecanismos de mejoramiento con ciertas variaciones para ser
aplicadas a estos granos.

2.9.1 Mejoramiento por
hibridación

Gandarillas y Tapia (1976) citado por Lescano (1994)
fundamenta que este método empleado en quinua, se inicia
en la estación experimental de Patacamaya (Bolivia) y
donde se obtiene la variedad dulce Sajama. El método
presenta buenas perspectivas, para el mejoramiento principalmente
referentes a rendimiento, tamaño de grano, contenido de
saponina, resistencia a enfermedades y otras
características agronómicas. Tapia et al
(1979) afirman que este método exige mantener las
recomendaciones normales para la identificación de los
progenitores, fechas de castración, polinización y
los operadores, los mismos que deben registrarse en las
respectivas tarjetas.
Asimismo, es necesario la ubicación de las plantas madres
en el campo para la identificación en el momento de la
cosecha.

Técnicas de hibridación o
cruzamiento. Según Lescano y Palomino (1976)
establecen una metodología para realizar los cruzamientos
intervarietales en quinua, para lo cual proponen realizar los
siguientes pasos cuidadosos:

Siembra. Dado que no todas las variedades y
ecotipos llegan a la floración, producción de polen
viable y estigma receptivo en una misma fecha, es necesario
realizar siembras escalonadas de 8 días, de tal manera que
en un determinado momento se tenga disponibilidad de polen viable
y estigma receptivo.

Determinación del momento para
recolección de polen. Esta operación debe ser
realizada cuando en la panoja las flores estén en antesis
y los granos de polen en el momento de dehiscencia. La panoja es
introducida en una bolsa de papel de tamaño adecuado y se
sacude con cuidado; el polen recolectado es guardado en estufa,
placas petri a una temperatura de 15°C, debidamente
identificado. La hora de recolección más apropiada
es a medio día y cuando la temperatura ha
subido.

Castración. Es una operación de
sumo cuidado. Se recomienda los pasos siguientes:

• Ubicar una panoja en donde no se haya producido la
  antesis en ninguna flor;
• eliminar los glomérulos mal formados y dentro
  de los que quedan, las flores poco desarrolladas;
• con la ayuda de una aguja, eliminar los estambres
  (tecas), haciendo presión
  hacia arriba, de tal manera no se dañe el
  estigma;
• después de cada castración desinfectar
  la aguja con alcohol al 49%.

Una vez terminada las castraciones todos los
glomérulos, la panoja debe ser embolsada, con bolsas de
papel glassine, cerrando la boca con un clip, e inmediatamente
identificar la planta con una tarjeta con las indicaciones ya
conocidas para el caso de cruzamiento (fecha, nombre del
operador, número de planta madre).

Esta operación debe ser hecha en las primeras
horas de la mañana o últimas de la tarde y hasta
cuando la luz natural a uno
se lo permita. Como la quinua tiene flor pequeña, es
necesario el auxilio de una lupa o lupas de aumento adecuadas. La
polinización puede ser hecha inmediatamente después
de la castración.

Para cruzar, se cortaron los glomérulos apicales
de la inflorescencia hasta quedar con dos o tres bien
localizados. En estos glomérulos se hicieron, todas las
mañanas, las castraciones respectivas hasta que
terminó la antesis que por lo general no dura más
de 7 días (Tapia et al., 1979).

Determinación del momento de polinizar.
Es cuando el estigma se encuentra receptivo, es reconocido por
presentar un aspecto brillante. Si el estigma presenta puntos
opacos, estos deben ser eliminados.

Polinización. A partir de las 9:00 de la
mañana a 2:00 de la tarde, con la ayuda de un pincel muy
delgado y fino, se realiza la polinización aplicando el
polen recolectado en las cápsulas, de acuerdo a los
progenitores previamente previstos o establecidos. Esta
operación no se recomienda realizarla cuando se tiene
ligeros movimientos de aire (vientos
leves). Una vez polinizado y pasadas varias pinceladas con el
polen, se vuelve a embolsar, para luego anotar en la tarjeta
correspondiente con los datos indicados
anteriormente. Tapia et al. (1979) incluían que se
poliniza con un pincel de pelo de camello.

Desembolsado. Esta operación se
recomienda realizarla una vez que el resto de la planta ha
terminado totalmente la polinización, dando un margen de
seguridad de unos
15 días.

Cosecha. La cosecha debe ser hecha por separado,
una vez que la panoja presente los síntomas
característicos de la maduración, debe ser aislada
para efectuar su siega y secado en forma individual, una vez seca
la panoja, la trilla se hará a mano o con la trilladora de
laboratorio en forma independiente, panoja por panoja, este
material debe ser identificado por cruzamiento, panoja,
línea empleada y cosechada (cada planta debe tener su
etiqueta, para determinar el material con que se trabaja). Para
su comprobación debe ser sembrada en líneas bien
separadas para realizar las correspondientes selecciones, de
acuerdo al método determinado.

2.9.2 Evaluación
del híbrido

Tapia et al. (1979) describen detalladamente las
hibridaciones en quinua, menciona que existen varios caminos para
mejorar el material híbrido proveniente de los
cruzamientos en las plantas de autofecundación y las
plantas de polinización frecuentemente cruzadas. Estos
caminos dependen del método a seguirse o de su
combinación, del tipo específico del material que
se cruce y aún de los fondos que se dispongan para estos
fines.

De acuerdo a la experiencia lograda en la
Estación Experimental de Patacamaya (Bolivia), se
considera que después de la quinta generación de
autofecundación, la homocigosis se estima en un 94% y en
la octava generación en 99% de homocigosis. En la
práctica, esta homocigosis se puede alcanzar de la cuarta
a la sexta generación, donde ya puede ser considerado como
"línea pura". La multiplicación de la F1
es igual a cualquier otra línea, pero es necesario sembrar
a los padres con el fin de determinar si las plantas son
provenientes del cruzamiento y no de simples autofecundaciones.
La experiencia de Patacamaya, demuestra que no se consigue
más del 50% de cruces, por la dificultad para emascular al
mismo tiempo todas las flores hermafroditas, debido al prolongado
periodo de floración en el mismo
glomérulo.

2.9.3 Hibridación intervarietal

Lescano (1994) afirma que uno de los primeros logros,
en hibridaciones intervarietales en quinua, es la variedad
Sajama, por Gandarillas y Tapia, en 1976. El trabajo
preliminar realizado en el banco de
germoplasma de quinua de la Estación Experimental de
Patacamaya (Bolivia), condujo a la conclusión de que el
carácter dulce se encuentra solamente entre las muestras
de grano pequeño, cuyo diámetro no sobrepasa los
1.6 mm. En cambio se
observó que las variedades de grano grande, siempre son
amargas.

La variedad Sajama proviene del cruzamiento de la
línea amarga número 547, del grupo de la
Real por la línea número 559 que fue recolectada en
las inmediaciones de la Estación ya mencionada. La
línea Real se caracteriza por ser una planta robusta,
inflorescencia de color púrpura y el grano de 2.2 mm de
diámetro. La línea dulce tiene la panoja compacta
de tipo glomérulo, con grano mediano de 1.6 mm de
diámetro y buen rendimiento. Esta línea fue
distribuida comercialmente con el nombre de Illimani.

En las generaciones F2, F3,
F4 y F5 se efectuaron selecciones
rigurosas, tomando en cuenta el vigor de la planta, tamaño
de grano, resistencia a Peronospora effusa y
básicamente por el grano dulce. Como quiera que este
último carácter sea recesivo, la selección
de la planta de grano en la generación F2, fue
muy fácil. En la generación F6, la
línea 43 resulta ser poseedora de los caracteres buscados
en el cruzamiento, habiéndose denominado como la variedad
Sajama.

3. MATERIALES Y
MÉTODOS

El trabajo de investigación se dividió en
dos etapas:

• En la primera etapa se realizó la
  hibridación y;
• la segunda etapa consistió en comparar la
  F1 con sus progenitores.

3.1 Lugares de ejecución

3.1.1 Primera etapa
(hibridación)

Esta etapa se efectuó en dos lugares: las cruzas
simples se realizaron a la intemperie en la comunidad
campesina de Jurinsaya Añiago, distrito de Tirapata,
provincia de Azángaro (Campaña agrícola
2003-2004) y las cruzas recíprocas se realizaron en el
invernadero del Laboratorio de Control de
Semillas (campaña agrícola 2004-2005) junto a la
segunda etapa.

3.1.2 Segunda etapa (comparación de la
F1 con sus progenitores)

La continuación del trabajo de
investigación, se condujo en el invernadero del
Laboratorio de Control de Semillas, ubicado en la Ciudad
Universitaria, Facultad de Ciencias
Agrarias, de la UNA-Puno, Perú

3.2 Características del suelo

El análisis del suelo se
efectuó en el Laboratorio de Suelos, Plantas,
Aguas y Bromatología de la Universidad
Nacional del Altiplano-Puno, Facultad de Ciencias Agrarias; los
resultados de las dos etapas se muestra en la Tabla 1.

Tabla 1. Análisis físico y
químico del suelo experimental de la primera y segunda
etapa.

3.3 Instalación y ejecución del
experimento

3.3.1 Material experimental

Semillas de los progenitores: Pasankalla, Salcedo-INIA y
Choclo; y la F1: Salcedo-INIA x Pasankalla (Pasaleo) y
Pasankalla x Choclo (Pacholeo) procedentes de Azángaro,
Puno, provenientes de las colecciones del autor.

3.4 Conducción del experimento

3.4.1 Primera etapa

Para realizar la hibridación en esta etapa, se
estudió en la intemperie los cultivares desde la
campaña agrícola 2000-2001 hasta 2003-2004, que a
continuación se índica:

Introducción. Se introdujo en la
campaña agrícola 2000-2001, 21 cultivares de
quinua, a medida que pasaron los años se introdujeron
más variedades, para determinar su capacidad de
adaptación de cada cultivar, en la campaña
agrícola 2003-2004, se logró seleccionar 72
cultivares.

Adaptación. Después de realizar la
introducción se procedió a estudiar la
adaptación, se llegó a la conclusión de que
los cultivares Pasankalla y Salcedo-INIA, resultan muy adaptables
al lugar, con buen rendimiento, resistentes a la sequía y
helada; conservando sus características
fenotípicas. El cultivar Choclo se introdujo en la
campaña agrícola 2002-2003, el cual resultó
en la campaña agrícola 2003-2004 poco resistente a
la sequía y helada, pero sus características
fenotípicas se mantienen estables.

Técnicas de cruzamiento o
hibridación. Después de realizar la
introducción y estudiar la adaptación, se
procedió a hacer las hibridaciones, siempre teniendo en
cuenta la época de floración de cada cultivar, y
esta técnica consta de los siguientes pasos:

Siembra. Se sembraron los tres cultivares en
parcelas diferentes, es decir se efectuaron siembras escalonadas,
para hacer coincidir la época de floración
(apertura y antesis) de los cultivares de acuerdo a las
investigaciones realizadas, se sembró la segunda parcela
después de 49 días, porque las variedades precoces
y tardías, se diferencian aproximadamente en ese periodo
de tiempo.

Selección de progenitores. Se
seleccionaron los mejores fenotipos de cada cultivar como
progenitores y dentro de éstos, se procedió a
seleccionar flores que aún no estaban en
antesis.

Eliminación de glomérulos con flores
inmaduras. Se hizo con la finalidad, de tener sólo las
flores seleccionadas para realizar las cruzas. En esta tarea
también se eliminó flores inmaduras y
autofecundadas, en la planta madre o progenitor femenino (Foto
4).

Emasculación. Después de haber
cortado la parte apical de la panoja, eliminado glomerulos con
flores inmaduras, flores autofecundadas y algunas hojas, se
procedió a eliminar las anteras de las flores
seleccionadas y sin antesis, cuidando de no eliminar anteras y
brotes con superficies húmedas, porque, en este labor se
produce heridas, las cuales son vías para la
introducción de patógenos (Foto 1).

Colección de polen. Se coleccionaron de
las plantas con características deseables. La
colección de polen, se realizó en días con
cielo despejado y calurosos, con temperaturas aproximadas de 14 a
16 oC (intemperie) y 20 a 29 oC
(invernadero), porque en estas condiciones los granos de polen
son muy finos y dehiscentes. Ver Foto 2.

Polinización y repolinización. La
polinización también se efectuó en
días calurosos y con cielo despejado, con temperaturas
aproximadas de 14 a 16 oC, sin presencia de viento,
porque estas perjudican la polinización óptima
(intemperie) y 20 a 29 oC (invernadero), porque la
superficie de la estigma a estas temperaturas se vuelve viscosa o
grasosa y atrapa con facilidad el grano de polen, y este emerge
con facilidad asegurándose así una
fecundación exitosa. Y la repolinización se
realizó cada 2 días, hasta que estén
cerrados los tepaloides que se notan en días calurosos,
(hasta lograr la fecundación). Ver Foto 3.

Embolsado de la panoja. Esta labor se
realizó con la finalidad de proteger las flores
polinizadas artificialmente, de los insectos polinizadores y
viento; porque a veces la polinización no es efectiva en
la primera polinización. La bolsita de glassine fue
sustituido por papel kanson o cebolla para la intemperie, porque
este papel resiste a la lluvia y papel de cometa dentro del
invernadero si el riego es por inundación o goteo, porque
se remojan con la lluvia.

Eliminación de brotes. La
eliminación de brotes se realizó cada 4 días
a la intemperie, porque en ello influye, la profundidad de suelo
afecta en que los brotes de glomérulos sean bastantes; y
cada 7 días en invernadero, porque el brote de los
glomérulos, es mínimo debido a la limitada
profundidad de suelo, en macetas. La eliminación de brotes
es importante, para evitar la confusión entre las semillas
híbridas y las autofecundadas.

Etiquetado. Después de polinizar y
embolsar, se anotó el nombre de los progenitores, fecha de
emasculación, fecha de polinización, nombre del
operador, número de planta hibridada y el número de
flores polinizadas por planta. Cada planta se etiquetó con
etiquetas codificadas.

Desembolsado de la panoja. Se realizó
cuando todas las flores cruzadas estaban ya fecundadas. Cuando
las plantas estaban en la fase fenológica de grano
lechoso.

Cosecha. Se efectuó una vez que las
plantas hayan alcanzado su madurez fisiológica y estas se
reconocen cuando las hojas inferiores se tornan amarillentas y
caedizas dando un aspecto característico a toda la planta,
así mismo el grano al ser presionado entre las uñas
presenta resistencia; en la cosecha se realizó las
siguientes fases:

• Siega o corte;
• secado de panojas;
• trillado;
• secado de granos;
• almacenamiento.

Siega o corte. Se efectuó mediante el uso
de segadoras conocido también como hoz

Secado de panojas. Esta labor se ejecutó
para que el trillado o golpeo se realice con mucha
facilidad.

Trillado. Consistió en la
separación del grano del pedúnculo floral con mucho
cuidado, se realizó con las manos grano por
grano.

Secado de granos. Una vez trillados los granos
se realizó el secado, exponiéndolos a la radiación
solar, dos horas, hasta que las semillas tengan una humedad
aproximada de 10 a 12 %.

Almacenamiento. Las semillas híbridas se
procedió a almacenar en un lugar seguro empleando
envases de polietileno.

3.4.2 Segunda etapa

En la Figura 2, se muestra el flujograma de
la segunda etapa, se realizó en la campaña
agrícola 2004-2005.

Figura 2. Flujograma de la comparación
de la F1 con sus progenitores.

Preparación de macetas. Se procedió
hacer macetas de plástico
de color negro cuyas medidas fueron: 28 cm de altura x 18 cm de
ancho.

Preparación de sustrato. Se
utilizó tierra que en
los años anteriores se sembró zanahoria y cebolla.
Se mezcló tierra más arena en una proporción
de 2:1.

Llenado de macetas con sustrato. Luego de
preparar el sustrato se procedió a llenar las macetas, la
cantidad de 4.5 kg de sustrato para cada maceta, a una altura de
22.0 cm.

Humedecimiento del sustrato. Se humedeció
el sustrato en las macetas, para que las semillas de las malezas
emerjan para eliminarlas en seguida.

Deshierbo.Se realizó cuando emergieron
las malezas después de humedecer el sustrato, se
tenía como malezas importantes en este cultivo a las
siguientes especies:

• – Bidens pilosa "amor seco"
  "Chiriro"
• – Medicago hispida "trébol
  carretilla"
• – Poa annua "pasto o ccacho"

• Bromus uniloides "cebadilla"

• – Erodium cicutarium "auja auja"
• – Trifolium amabile "layo"
• – Tagetes mandonii "chicchipa"
• – Brassica campestris "nabo
  silvestre"

Esta labor se realizó para evitar la competencia entre
cultivo y maleza, fundamentalmente por agua, luz, nutrientes y
suelo (espacio); así mismo las malezas son más
vivaces, soportan mejor las condiciones adversas y son hospederas
de plagas, el número de deshierbos dependió de la
población de malezas que tenía el cultivo, se
realizó el primer deshierbo cuando las plantas de quinua
tenían 10 cm de altura (a los 20 a 25 días de la
siembra); el segundo deshierbo se realizó cuando las
plantas tenían una altura de 30 a 35 cm.

Semillas de la F1 y progenitores. Las
semillas de la F1 y progenitores, se logró en
la primera etapa del proyecto
(campaña agrícola 2003-2004); y se conservaron con
mucho cuidado para la segunda etapa del proyecto.

Siembra. Luego de eliminar las malezas emergidas
se procedió a sembrar, se puso una (1) sola semilla por
maceta. La siembra se realizó en cuatro bloques completos
al azar; se sembraron las semillas de la F1 y de los
progenitores, todas en las mismas condiciones.

Abonamiento. Después de sembrar se
procedió a abonar con humus de lombriz, se aplicó
un puñado de humus (35 g) por maceta.

Riego. Después de abonar se
procedió a regar, lentamente por aspersión evitando
que las semillas de quinua floten. La cantidad aplicada por
planta o maceta fue 300 ml de agua en cada riego.