Por otra parte se ha demostrado la ocurrencia natural de compuestos antifúngicos en insectos. Como ejemplo de estos compuestos se tiene: a) ATP que es una proteína constituida antifúngica descubierta hace poco tiempo; b) drosomicina, aislada recientemente de Drosophila melanogaster. La actividad fungífera de esas proteinas obtenidas de la hemolinfa, se ha probado sobre hongos no patogénicos a insectos, donde posiblemente pueda tener efecto sobre la inhibición de crecimiento de hongos entomopatógenos como los del género Beauveria y Metharizium (Gillespie et al., 1997).

Estos resultados indican que la hemolinfa de cierto numero de insectos, desarrolla naturalmente una leve respuesta bactericida para bacterias entomopatogénicas y potencialmente contra hongos entomopatógenos y determina diferentes gradientes de actividad en formas no patogénicas. Estos factores bactericidas también han sido encontrados en G. mellonella y se expresan como inhibidores proteicos en la hemolinfa (Hanschke y Hanschke, 1975 citados por Tanada y Kaya, 1993).

Una vez que el parásito a superado los mecanismos de resistencia innata, se ponen en marcha otros sistemas específicos de resistencia inmunitarias que posee un componente celular y otro humoral. Esta inmunidad se manifiesta cuando los factores de inmunidad son estimulados por la invasión de un cuerpo extraño vía hemocele. Inicialmente se manifiesta un estado inicial de inmunorespuesta con la síntesis de proteínas. Cherbas (1973) citado por Tanada y Kaya, (1993), aisló un factor de inmunidad al cual denominó haemokinina el cual se forma después de la invasión del microorganismo. Este factor ocasiona que los plasmatócitos se adhieran a las partículas invasoras, jugando un papel importante de la inmunidad humoral.

Por otra parte, el desarrollo de verdaderos anticuerpos en invertebrados no está demostrado, aunque si hay evidencia de respuestas humorales contra infecciones bacterianas (Stephens, 1963; Briggs, 1964 citados por Tanada y Kaya, 1993) y en algunos anélidos y artrópodos se han mostrado inmunidad a los transplantes (Hildemamm y Cooper, 1970 citados por Tanada y Kaya, 1993)

• Inducción antibacteriana: Algunos insectos pueden ser inmunizados por métodos artificiales con inyección de toxinas, substancias aisladas de organismos infecciosos. La inyección de bacterias en el hemocele, estimula la síntesis de proteínas y péptidos antibacterianos secretados en la hemolinfa. El cuerpo gorduroso es el responsable principal por la síntesis de esas proteínas, pero aportes menores son realizados por los hemócitos y otros tejidos como células de pericardio, tubos de malpigui e intestino medio. Ejemplos de peptídos y proteínas antibacterianas se tiene: a) lisozima (14kDa) que ataca la pared celular bacteriana en las ligaciones con los peptidoglicanos; b) cecropinas (4kDa) que afectan la membrana interna de las bacterias gram positiva y Gram. negativa; c) defensinas (4kDa) que afectan la membrana interna de bacterias gram positivas, y son encontradas en Díptera, pero no se relacionan con las cecropinas; d) diptericinas (9kDa) y attacinas (24kDa) son encontradas en algunos Díptera y actúan en algunas bacterias gram negativas; e) apidaecina, la cual ha sido aislada de Apis mellifera (Gillespie et al., 1997). De esta forma en algunas pupas de lepidóptero se ha probado inmunidad inducida, a través de la inyección de bacterias gram negativas y positivas. Se constató que la actividad antibacteriana inducida presenta un amplio espectro de actividad. Se trata de la reducción temporal de la suceptibilidad, característica que no se transmite con la descendencia (Omoto y Alves, 1998).
• Substancias antibacterianas: Algunos estudios han comprobado la inmunidad humoral adquirida a través de la formación de bacteria y toxinas en los insectos. Algunos estudios han confirmado la presencia de factores antibacteriales y antitoxinas en insectos inmunes, pero la identificación de esas substancias no esta totalmente establecida (Briggs 1964, Stephens y Marshall 1962 citado por Tanada y Kaya, 1993).

Endotoxinas de P. aeruginosa y otras bacterias producen respuestas inmunes en los insectos. De esta forma la inoculación de endotoxinas de esta bacteria protege a la larva de la infección, pero no de otras especies de bacteria gram negativas. El componente polisacárido de la endotoxina es responsable de la inducción de inmunidad (Chadwick, 1971 citado por Tanada y Kaya, 1993).

· Lisozimas: Lisozimas (muramidasas) son enzimas mucolíticas localizadas en los lisosomas, los cuales son organelos ácido sintetaza positivo encontrados en los hemócitos, células pericardiales y glándulas protoráxicas ecdisiales.

Estas enzimas juegan un papel activo en la resistencia del insecto, particularmente para contrarrestar el ataque de bacterias patogénicas. Estas han sido detectadas en la hemolinfa de muchos insectos como G. mellonella, B. mory etc. (Hultmark et al, 1980, citado por Tanada y Kaya, 1993).

· Cecropinas: Las cecropinas son péptidos de 35 a 37 aminoácidos (4kDa), las atacinas son más grandes, consistiendo en cadenas de 188 aminoácidos (20 kDa). Ellos son sintetizados principalmente en el cuerpo gorduroso, pero también por algunos hemócitos y la cantidad de cecropinas producidas se incrementan, con el número de bacterias inyectadas en la hemolinfa. Estas proteínas son bactericidas, proteínas diferentes en cada clase exhiben especificidades diferentes en su efectividad contra especies diferentes de bacterias. La inducción de proteínas diferentes es independiente de la naturaleza de infección bacteriana. Se han aislado de insectos algunos péptidos P5, P7, P9A y P9B comprobándose que poseen actividad antibacterial.

Hultmark et al (1980) citado por Tanada y Kaya (1993) considera que P7 es una lisozima por características de pH, por especificidad bacteriolítica y por su composición aminoácida, características que guardan similitud con la lisozima encontrada en G. mellonella que cumple una función bactericida. Por otra parte se ha determinado que P9A y P9B no son partes de enzimas lisozimas y representan un grupo separado de proteínas bacterilíticas denominadas cecropinas donde P9A es denominada cecropina A y P9B es denominada ceropina B).

Existen del mismo modo otras proteínas antibacteriales denominadas cecropinas C, D, E, F y el factor G con características bactericidas en algunos insectos. Las tres mayores cecropinas A, B y D son producidas por tres diferentes genes que son derivadas de un ancestro común. Las tres determinan la eficiencia de un gran número de bacterias Gram. positivas y negativas incluyendo Escherichia colli, Serratia marcenses, Pseudomonas aeruginosa, Xenorabdus nematophilus (bacteria simbiótica de nematodos entomopatógenos del género Steinernema), Bacillus megaterium, B. subtilis, B. thuringiensis y Streptococcus faecalis

Cecropinas C, E y F ocurren en muy pequeñas cantidades y sus estructuras primarias no se ha establecido su composición, siendo poco estudiadas con relación a las anteriormente especificadas. La estructura primaria del factor G no se ha podido determinar aún, pero son secuencias de aminoácidos diferentes de algunas cecropinas. (Gotz y Boman 1985 citado por Tanada y Kaya, 1993).

· Otros factores inmunitarios presentes en la hemolinfa: Proteasas inhibitorias están presentes en la hemolinfa de un gran número de insectos pertenecientes a siete órdenes. (Hanschke y Hanschke, 1975 citado por Tanada y Kaya, 1993). El nivel inhibidor de las proteasas se incrementa significativamente después de la inoculación de la bacteria inactivada en el hemocele en un experimento realizado en G. mellonella.

Después de la inoculación, la larva exhibe incremento en su resistencia en concentraciones letales de enzimas proteo líticas, como por ejemplo tripsina, chimotripsina, pronasa P y proteasa extracelular producidas por Pseudomonas aeruginosa, la proteasa inhibidora puede ser uno de los factores que actúa en el sistema defensivo antimicrobial en la hemolinfa. Inhibidores en G. mellonella son con frecuencia formados en respuesta a proteasas tóxicas producidas en infecciones provocadas por Metarhizium anisoplae y con microsporidia. En este caso los inhibidores son péptidos.

El desarrollo de la protección antiviral en G. mellonella cuando ellos son inoculados intrahemolinficamente el virus inactivado.

· Inhibidores actuando en procesos de inmunidad: Son inhibidores producidos por patógenos y parásitos que actúan sobre procesos de inmunidad de insectos. Algunos microorganismos como Serratia marcescens, B. thuringiensis y el nematodo entomopatogénico Steinernenma carpocapsae (Gotz et al, 1981 citados por Tanada y Kaya, 1993) producen inhibidores que atacan las cecropinas desenvolvidas por los insectos.

De acuerdo con Steiner et al., (1981) estos inhibidores pueden ser proteasas. B. thuringiensis produce dos factores, inhibidores A y B, que bloquean la defensa humoral desenvolvida por E. coli y B. cereus respectivamente. El inhibidor A es una exoproteasa que es formada de una fase estacional de crecimiento del bacilo. Selectivamente destruyen las cecropinas y las atacinas. Del mismo modo induce inmunidad humoral la forma de cecropinas, lisozimas y otros inhibidores inmunes pero no es efectivo en insectos que presentan simbiontes

La inmunidad pasiva ha sido demostrada en una serie de insectos. En larvas de G. mellonella , la hemolinfa inmunizada con inoculaciones de patógenos bacterianos provee de protección a la larva ante la infección letal de la bacteria. Esa inmunidad desarrollada por la hemolinfa después de la inoculación, confiere una protección prolongada, donde los hemócitos confieren solo confieren una buena protección cuando presentan una buena circulación desde el inicio del proceso (Tanada y Kaya, 1993).

A pesar de que existen defensas de las cuales dispone el hospedador, los parásitos son capaces de evadir la respuesta inmune del mismo e instalarse en él produciendo infecciones agudas o crónicas. Para ello aprovechan situaciones de menoscabo en el hospedador y desarrollan respuestas a las defensas del mismo.

En un hospedero habitual de un patógeno o parásito, el organismo invade normalmente y sobrevive. Este fenómeno se denomina supresión de la respuesta inmune del insecto hospedero, debido a una modificación en su respuesta.

Organismos que normalmente son encapsulados pueden evitarla, o romper la cápsula que los envuelve sin ser afectados. Por ejemplo, la germinación de hifas del hongo Metharizium, penetran la cutícula de Schistocerca, y los hemócitos del hospedero se agregan bajo el punto de entrada. La pared de un hongo contiene b -1,3-glucanos que presumiblemente estimulan la respuesta defensiva, pero esta respuesta es suprimida por compuestos que consisten en cinco aminoácidos cíclicamente unidos, conocido como las destruxinas, producidos por el hongo contrarrestando la acción defensiva en la hemolinfa del insecto (Huxham, Lackie & McCorkindale, 1989 citado por Chapman 1998).

En el caso de nematodos entomopatogénicos como H. bacteriophora se ha determinado que su bacteria simbiótica Photorabdus luminensis en el comienzo de la septicemia creciente en la hemolinfa del insecto, suprime totalmente la respuesta inmune del insecto, restringiendo totalmente los procesos de fagocitosis de los hemócitos, causando inhibición de estos para un periodo de 12 horas y su muerte aproximadamente a las 24 horas, tal ves debido a la acción de la enzima nematocina Sambeek y Wiesner (1999).

La larva del parásito braconide, Cotesia, suprime la encapsulación de los hemócitos de la larva de la polilla Orgyia. Después de un periodo inicial de elevación, los hemócitos reducen sus cantidades debajo del nivel normal y permanecen así. Una respuesta similar se produce por la inyección de veneno en la hemolinfa de la hembra parasitoide hembra. La tendencia de los plasmatócitos es adherirse a las superficies con su respectiva reducción (Guzo y Stoltz, 1987 citado por Chapman 1998).

Claramente, se presenta inhabilidad para encapsular los parásitos. En larvas de Agrotis, la activación de profenoloxidase en la hemolinfa se suprime por la acción de dos parásitos simbióticos entre si, un nematodo parasitario y las bacterias del simbióticas asociadas al mismo (Yokoo, Tojo y Ishibashi, 1992 citado por Chapman 1998).

Los procesos involucrados que suprimen la respuesta del hospedero, son ampliamente explicados en el Himenóptero parasitario de las familias Braconidae e Ichneumonidae. Algunos de estos insectos, como Cotesia, llevan un virus en los ovarios. El virus, es probablemente especie-específico y se reproduce en las células del cáliz de que se suelta en el lumen del oviducto.

Cuando la avispa oviposita en un hospedero, ella también inyecta un veneno que probablemente inmoviliza al insecto, junto con las proteínas secretadas por el ovario y el virus.

Además de supresión de la respuesta inmune del hospedero, algunos parasitoides modifican el desarrollo de sus hospederos. Una oruga de parasitada de Pseudaletia por la avispa Cotesia produce un péptido bloqueador de crecimiento, que probablemente responde al virus inyectado por la avispa. Este péptido reduce la producción de esterasa de la hormona juvenil y, se cree de esta manera permanece la hormona juvenil en la hemolinfa del hospedero. Esto retarda la metamorfosis del hospedero. Se piensa que esto es importante porque la avispa sería incapaz escapar de la pupa esclerotizada (Hayakawa, 1995; Lavine y Beckage, 1995 citado por Chapman 1998.

Otros autores han determinado otras causas que determinan la supresión de la respuesta inmune como:

• Constitución genética del hospedador: Existen hipótesis que proponen que determinadas constituciones son responsables de las fuertes infecciones parasitarias, tanto dentro de un grupo de especies, como en una misma especie hay poblaciones más sensibles que otras a padecer infestaciones parasitarias (Tanada y Kaya, 1993).
• Estado fisiológico del hospedador: En general todos los estados inmaduros de los insectos, por presentar procesos formativos y de cambios en su alimentación, son factores que afectan negativamente, ya que la alteración hormonal tiene efectos adversos en la producción de hemócitos y produce inmunodepresión, lo que todo ello unido facilita el acceso del parásito (Tanada y Kaya, 1993).
• Manipulación de la respuesta inmunitaria del hospedador: La presencia de los parásitos pueden producir inmunodepresión por la patología provocada por el mismo (Tanada y Kaya, 1993).
• Producción y liberación de enzimas: Destruyen los anticuerpos del hospedador, específicamente por medio de proteasas que digieren la fracción activa de los anticuerpos producidos por el hospedador (Tanada y Kaya, 1993).

De acuerdo con Tanada y Kaya, (1993), la existencia parasitaria encierra una gran especialización, gracias a la cual el parásito está adaptado al medio en el que vive, bien sea en el interior o exterior del hospedador.

La especificidad parasitaria consiste en la adaptabilidad surgida en una especie parásita a un determinado hospedador o grupo de hospedadores, consecuencia de una especialización fisiológica desarrollada a lo lago de la evolución conjunta de ambas especies. La adaptación gradual parásito –hospedador, se ha ido perfilando en una mutua interacción génica dirigida al equilibrio de la relación determinando parámetros inmunológicos específicos entre ambos componentes. Cuando esta compatibilidad es grande, aparece un grado de especificidad, tan elevado que cada estirpe de parásito sólo puede vivir sobre una especie de hospedador, pero sin ser suprimido por el sistema defensivo de este.

El equilibrio conduce a la especificidad y, ésta, a la historia evolutiva compartida o especificidad filogenética. Este fenómeno se llama coevolución entre el parásito y hospedero. Existen varias reglas, con muchas excepciones, que la regulan. Una de ellas es la regla de Fahrenholtz indica que "la filogenia de los parásitos dentro de un grupo determinado, refleja la filogenia de los hospedadores, pues los parásitos actuales fueron parásitos de sus antecesores comunes de sus hospedadores actuales". Esta especificidad resulta en algunos casos tan restrictiva, que algunos autores llegaron a considerar este estudio como importante para conocer la filogenia de los hospederos.

La especificidad es más estricta dependiendo de la antigüedad de la relación, por lo que un parásito estricto es incapaz de sobrevivir sin su hospedero habitual y de la mismo forma, produciendo estrategias inmunológicas para no disiparlo totalmente.

En general el sistema inmunológico de los insectos sirve como una defensa clave contra el ataque de parasitoides. Hospederos de insectos incompatibles eliminan parasitoides por mecanismos de encapsulamiento, proceso donde los hemócitos forman una serie de capas envoltorias sobre la estructura invasora, que en este caso son los huevos que introduce el ho opositor de la hembra del insecto parasitoide en el hemocele del insecto receptor. El espectro de hospederos generalmente es mas restringido para albergar endoparasitoides donde el sistema inmunológico actúa directamente con relación a los ectoparasitoides, que ovipositan fuera del hospedero, pero que finalmente sus estados biológicos entrarán al interior del cuerpo del insecto. El compendio de los principales estudios que determinan la complejidad de respuestas inmunológicas de la relación de hospederos y parasitoides, son los citados por Strand y Pech, (1995) como se documentará a continuación:

6.1.1 Mecanismo de defensa inmunológica: La compatibilidad que debe existir entre el hospedero y el parasitoide es definida por el balance entre la habilidad que el parasitoide presenta para invadir al hospedero y satisfacer sus requerimientos de desarrollo y evitar su eliminación por parte del sistema inmunológico del hospedero y por otro lado, la habilidad que presenta el hospedero de reaccionar contra el parasitoide (Lawrence y Lanzrein, 1990 citados por Strand y Pech, 1995).

Así mismo, individuos de una población de hospederos pueden ser clasificados como susceptibles, si proveen los requerimientos de cada especie de parasitoide, o resistentes, si son capaces de evitar el ataque o eliminar el parasitoide. De acuerdo con Strand y Pech, (1995) el hospedero puede desarrollar una serie de mecanismos defensivos como:

• Mecanismos externos: La primera línea de defensa contra el parasitismo del parasitoide es resistir al ataque, ya sea por una movimentación rápida de reacción o poseer una barrera protectora (tegumento) lo suficientemente resistente, que en el momento de ser introducido el ovipositor, el tegumento sea una barrera o por la dificultad de penetración el insecto tenga la capacidad de reaccionar al percibir el suceso. (Vet LEM et al. 1991 citados por Strand y Pech, 1995). Otros factores defensivos desarrollados por el hospedero involucra:

• Reducción de pistas físicas y químicas desarrolladas naturalmente por el hospedero, para evitar o demorar la búsqueda por parte del parasitoide.
• Movimentación violenta del hospedero, evitando la oviposición del hospedero.
• Regurgitación del material del intestino o de glándulas que van a perjudicar la movimentación del parasitoide y la oviposición.

• Mecanismos internos: El sistema inmunológico es la principal línea interna de defensa de los insectos contra parasitoides. El sistema inmunológico presenta, como ya se analizó, la presencia de diferentes tipos de células fagocíticas y proteínas antibacterianas. Como se menciono existen factores de inmunidad adquirida que por ejemplo en especies de larga vida como las cucarachas, presentan características de especificidad y de memoria cuando los anfígenos específicos de tejidos de otros individuos se presentan para atacarlas (Beck et al, 1989 citados por Strand y Pech, 1995).
• Respuesta inmunológica a parasitoides: Principalmente es por encapsulamiento y ocurre en tres fases:

• Reconocimiento: Se identifica al parasitoide como un cuerpo extraño, donde la membrana basal reúne una cierta cantidad de hemócitos para la eliminación de los tejidos inicialmente dañados y cicatrización de heridas. Ese reconocimiento de los parasitoides envuelve la interacción de moléculas de reconocimiento y citoquinonas, mediado por receptores que reconocen la superficie de las moléculas del parasitoide (Bayne et al. 1987, citados por Strand y Pech, 1995). Se pueden desenvolver factores humorales o derivados de hemócitos que aumentan la sensibilidad de reconocimiento de la superficie del parasitoide.
• Adhesión: Durante el encapsulamiento, los hemócitos mudan de un estado no adhesivo a uno fuertemente adhesivo, proceso mediado por moléculas de la matriz extracelular o receptores de dicha matriz (integrinas de hemócitos). El proceso de encapsulamiento es realizado por hemócitos encapsuladores estimulados por cambios de sus propiedades adhesivas o secreción de la membrana basal sobre la cápsula que pasa a ser reconocida por el organismo hospedero.
• Mortalidad: Una vez el parasitoide esta totalmente encapsulado, este puede experimentar procesos de asfixia, acción de quinonas o hidroquinonas toxicas producidas en cápsulas melanizadas y/o la acción de proteínas antibacterianas o de peróxido de hidrógeno.

6.1.2 Repulsión de la respuesta inmunológica: Strand y Pech, (1995) afirman que los parasitoides han desenvolvido una serie de estrategias para contrarrestar las defensas del hospedero, que se dividen en mecanismos pasivos y activos:

• Mecanismos pasivos:

• Escape: De acuerdo con Abrams et al. (1993) citados por Strand y Pech, (1995), algunos parasitoides no enfrentan el sistema inmunológico del hospedero, debido a que el estadio que parasitan no es capaz de contrarrestar el ataque del hospedero, como es el caso de huevos depositados dentro del hemocele (endoparasitoides), y para el caso de ectoparasitoides esta labor no representa riesgo ya que ovipositan fuera del hospedero.
• Desarrollo en tejidos específicos: De acuerdo con Salt, (1968) citado por Strand y Pech, (1995), el parasitoide se desarrolla en órganos o tejidos específicos del hospedero, en los que no existe reconocimiento del sistema celular o humoral del hospedero como por ejemplo el intestino medio, ganglios, glándulas salivares etc. Así mismo el parasitoide puede utilizar los factores de reconocimiento del hospedero para asociarse a células exentas de dicho reconocimiento.
• Superficie del parasitoide: Puede presentar algunos factores que evitan el reconocimiento del sistema inmunológico del hospedero, concepto denominado como mimetismo molecular (Damian, 1964 citados por Strand y Pech, 1995).
• Factores que afectan la encapsulación: Según Carver y Sullivan (1998), existen una serie de factores bióticos y abióticos que pueden modular la respuesta del hospedero, ante la entrada de un cuerpo extraño. La tasa de encapsulación del parasitoide aumenta con el tamaño del hospedero, pero decrece cuando se presenta un incremento en la temperatura, donde el parasitoide va presentar un tamaño pequeño y los procesos de melanización en el hospedero se presentan mas activos. Por otra parte, si el hospedero no presenta una buena nutrición, los procesos de encapsulación pueden ser altamente deprimidos. Por otra parte un parasitoide bien nutrido, presentará una mayor resistencia de respuesta a encapsulación al igual que su progenie dentro del hospedero.

• Mecanismos activos: Algunas especies de parasitoides interrumpen la respuesta inmunológica del hospedero, a través de una serie de factores de inmunodepresión como compuestos inyectados en la oviposición (Jones y Coudron, 1993 citados por Strand y Pech, 1995).

• Factores de inmunodepresión: En himenópteros de la familia Braconidae y Ichneumonidae se han determinado tres factores que han desarrollado sobre sus hospederos, entre ellos se tienen:

• Alteración o eliminación de hemócitos: Es posible que las partículas viróticas y/o otros componentes de secreción jueguen un papel en alterar o destruir los hemócitos antes de que estos entren en procesos de encapsulación (Strand y Pech, 1995).
• Efectos en componentes humorales: La hemolinfa puede presentar alteraciones después del parasitismo de parasitoides como reducción en su viscosidad, reducción en la actividad de fenoloxidasa que afecta la capacidad del hospedero de melanizar las cápsulas por parte de PDVs y/o teratócitos y el aparecimiento de nuevos polipéptidos en la hemolinfa. En este último caso serpinas son inhibidoras de proteasas que intervienen en la activación de fenoloxidasas en insectos y lipofirinas que atrasan la dispersión de los hemócitos; Estos parecen ser productos de genes virales o secreciones de teratócitoso de la larva del parasitoide (Strand y Pech, 1995).
• Supresión de otras funciones inmunológicas: Por la inmunosupresión ejercida por el parasitoide sobre el hospedero, es casi inviable que otros organismos produzcan infecciones. Algunos Braconidos pueden desarrollar multiparasitismo obligatorio en el hospedero, siendo una excepción a la regla (Strand y Pech, 1995).
• Modificación en la formación de la cápsula: En himenópteros de la familia Tachinidae fueron detectadas modificaciones en la respuesta de encapsulación, por la emisión de algunos ganchos en los espiráculos del hospedero, mantienen a los parasitoides respirando y vivos a pesar de haber sido encapsulados (Strand y Pech, 1995).
• Coevolución de la resistencia hospedero-parasitoide: Henter y Via 1995, demostraron que el áfido Acyrthosiphon pisum coevolutivamente desarrolló linajes de resistencia a Aphydus ervi (Himenóptera: Braconidae) donde los huevos ovipositados por este endoparasitoide en las líneas resistentes del áfido, 15 horas después no presentaron división celular y 72 horas después desaparecieron sin presentarse signos de encapsulación, posiblemente por un factor tóxico desarrollado por el áfido, aún no esclarecido. En contraste, el en las líneas suceptibles del áfido, los huevos del endoparasitoide se desarrollaron, donde 15 horas después de su inoculación presentraron diferenciación celular y de este tiempo hasta las 72 horas los huevos fueron cubiertos por el tejido del áfido, presentándose finalmente emergencia de las larvas del endoparasitoide.

- Degeneramiento celular (Apoptosis): De acuerpo a estudios desarrollados por Digilio et al, (2000) el veneno producido por Aphydus ervi (Himenóptera: Braconidae) induce alteraciones celulares en las ovariolas del áfido Acyrthosiphon pisum (Homóptera: Aphididae), causando como sintomatología básica, parálisis y 48 horas después se observó degeneramiento y muerte celular (apóptosis).

Inicialmente, antes de la introducción del veneno en ovariolas de ninfas de cuarto instar A. Pisum, este afido presenta en sus ovariolas, células germariales (trofócitos y oocitos inmaduros), caracterizadas por poseer núcleos grandes y conteniendo pequeñas acumulaciones de cromatina condensada (Figura 16 izquierda), nucleolos grandes y electro-densos que muestran una capa granular exterior y una fina capa granular en la región interna. La membrana nuclear de los trofócitos es rodeada típicamente por parches evidentes de material electro-denso, actualmente llamado "material nucelar" y las células del folículo alrededor del oocito basal, presentan núcleos más pequeños y parches de cromatina más grandes.

Una vez las células germariales reciben en su interior el veneno, hay expansión de las ovariolas, sufriendo un proceso de degeneración rápida. El síntoma más evidente es la ausencia del nucleolos en casi todas células y una reducción del material nucelar alrededor de la membrana nuclear, que desaparece casi completamente por la acción del veneno. Esta situación fue evidente a las 24 horas después de la parasitación, donde el veneno suministrado por A. Ervi, indujo una respuesta degenerativa dramática y rápida de las células germariales del áfido, con una posterior degeneración en los jóvenes embriones sub-apicales. De esta forma, los efectos del parasitoide en el hospedero se localizan en el sistema reproductor, específicamente en la parte del apical de las ovariolas. La castración completa de los hospederos parasitados tempranamente es paralela con el desarrollo de los mismos, hasta que en el último instar larval (cuarto) existe la reducción total de ecdisteroides y los embriones más desarrollados no presentan en esta fase ya ninguna alteración.

Así se demuestra que la sección apical de las ovariolas es afectada por el veneno, degenerándola. El impacto disociador del veneno del parasitoide en células del germariales es el principal efecto negativo que éstas sufren en la oogenesis. Trancurridas 48 horas, se evidencia la destrucción de las células germariales del áfido, los nucleolos desaparecen, terminando el proceso en la muerte celular (apoptosis). De esta forma queda bloqueado la diferenciación de los oocitos y su desarrollo, así como el suministro nutritivo a los embriones jóvenes, previniendo el desarrollo del ovario.

- Diferencias de respuestas inmunológicas en función del ciclo de vida: Se han encontrado diferencias en la respuesta inmunitarias de acuerdo al estadio de desenvolvimiento del insecto, frente a una eventual infección del parasitoide. Sagarra et al. (2000) encontraron que adultos del Maconellicoccus hirsutus (Homóptera: Pseudococcidae) encapsularon el 58% de los huevos del parasitoide Anagyrus Kumali (Hymenoptera: Encyrtidae), con relación al tercer instar larval del insecto, donde solo se presentó un 32% de huevos encapsulados y el segundo instar con un 4%. Después de tres días se presento emergencia de los huevos del parasitoide que no fueron encapsulados en una proporción del 23, 44 y 86% respectivamente. Estos resultados sugieren que entre más desarrollado se encuentre el insecto, el sistema inmune presentará una mayor resistencia a la invasión del parasitoide, con relación a los estadios iniciales, donde el sistema inmunológico en el insecto se encuentra en la fase de formación.

Después de que los nematodos entomopatogénicos penetran al hemocele del insecto por la boca, ano y espiráculos, estos liberan unas bacterias simbióticas depositándolas en el intestino del insecto y donde consecutivamente estas se multiplican por septicemia la hemolinfa del insecto, sin encontrar en la mayoría de los casos resistencia inmunológica. Las interacciones moleculares entre los nematodos, bacteria, y insecto hospedero llevan al deterioro de la defensa del hospedero sin conocerse certeramente una respuesta defensiva significativa (Sambeek y Wiesner, 1999). Akhurst y Dunphy (1993) encontraron que la cutícula del estado infectivo del nematodo (IJ3), que es el que penetra en el insecto, no es reconocida por el sistema inmune del hospedero, debido probablemente a la composición lipídica de la superficie de esta cutícula. Adicionalmente, la composición proteica de la membrana de las bacterias liberadas por el nematodo, parece no ser reconocida por el hospedero, debido a que los hemócitos no presentan adherencia a la membrana exterior (Dunphy y Webster, 1991). Sin embargo Peters y Ehlers, (1997) demostraron que realmente el nematodo no es reconocido por el sistema inmune del insecto, pero la bacteria simbionte al ser liberada y comenzar su proceso de multiplicación. En un experimento, al infectar la hemolinfa de adultos de Tipula oleracea con nematodo Sterinernema feltiae y su bacteria simbiótica Xenorabdus bovienii, encontraron que los procesos de encapsulación del nematodo aumentaron, pero al aplicar nematodos axénicos (sin bacteria) se presentó una reducción drástica en la encapsulación, demostrando que el nematodo pasa desapercibido por el sistema inmunológico del insecto y una vez libera la presencia de la bacteria activa la respuesta defensiva del sistema inmune del insecto.

El contacto entre los hemócitos y las bacterias puede ser inhibido por mecanismos que desarrollan las mismas bacterias, aún prácticamente desconocidos. Estos mecanismos de anulación que reducen la respuesta celular del hospedero, en principio se debe a la rápida reacción bacteriana en la fase inicial de la infección, cuando comienzan a multiplicarsen (septicemia) o a la acción de inmunoinhibidores como toxinas liberadas por los nematodos y/o las bacterias en una fase posterior, aunque este aspecto no ha sido del todo comprobado (Sambeek y Wiesner, 1999). Por otra parte Gotz et al. (1981) afirma que las secreciones del complejo nematodo-bacteria, son las responsables de suprimir la actividad de la proteína antibacterial Cecropin presente en la hemolinfa del hospedero, como una defensa humoral.

En un reciente estudio Sambeek y Wiesner, (1999) se observó el fuerte impacto parasítico del nematodo Heterorabditis megidis (Rhaditida: Heterorhabditidae) suprimiendo los mecanismos de defensa de la langosta Locusta migratoria. El estado adulto de la langosta murió 35 horas después ser infectadas por el nematodo H. megidis. La defensa de Humoral se detectó levemente en las primeras horas después de la infección, sin presentarse actividad supresora perceptible contra la bacteria simbiótica del nematodo Photorabdus luminensis. En contraste, la defensa celular estuvo influenciado por la parasitación y septicemia bacteriana después de 12 horas del inicio de la infección por el nematodo, donde entraron en actividad los hemócitos fagocíticos los cuales fueron inhibidos por los compuestos bacteriales de P. luminescens. Actualmente no se ha podido establecer que mecanismos de virulencia emplean la bacteria para causar estas inhibiciones. De acuerdo Dunphy y Thurston, (1990) los lipopolisacaridos bacterianos (LPS) han demostrado poseer toxicidad sobre los hemócitos y se cree que son los responsables de su muerte de hecho ratificado en algunos experimentos con lepidópteros. Sin embargo, otros estudios han determinado que los hemócitos no presentan alta susceptibilidad a LPS, siendo necesario adelantar nuevos estudios que determinen las causas de supresión de hemócitos ya sea por el nematodo y por la actividad bacteriana (Sambeek y Wiesner, 1999).

Molina y López (2001), atribuyen el nulo desarrollo de juveniles infectivos del nematodo Steinernema cubanum (Rhabditida: Heterorhabditidae) en larvas de último instar de Bombyx mori, a la baja eficiencia de la multiplicación de la bacteria simbionte, Xenorhabdus spp., que no produjo las cantidades suficientes de antibióticos como xenocoumacina, bacteriocina y xenorhabdina en el proceso de infección, para inhibir suficientemente las defensas del hospedero, lo cual afectó directamente su septicemia y la multiplicación del nematodo.

3. Inmunidad contra hongos entomopatógenos

Los insectos han desarrollado resistencia y mecanismos de inmunidad sobre patógenos microbianos y parasitarios como son los hongos y bacterias entomopatogénicas.

La mayoría de estudios han determinado mecanismo de defensa humoral principalmente contra bacterias La actividad antifúngica ha sido objeto de estudios menos rigurosos, por la dificultad en su detección.

Uno de los principales estudios de seguimiento de la respuesta inmunológica de insectos a hongos fue el realizado por Silva et al. (2000) en Brasil, los cuales afirman que un inoculo del hongo Candida albicans patogénico al mosquito Culex quinquefasciatus, proporciona a un modelo conveniente para supervisar los mecanismos de defensa de antifungal expresados por el insecto.

Los resultados de este estudio proporcionan evidencia que el mosquito C. quinquefasciatus de exhibe a una defensa eficaz contra C. albicans por la reducción del número de unidades formadoras de colonia (UFC) presentes en la hemolinfa del insecto, observándose fagocitosis. Adicionalmente se identificó la formación de cuatro tipos diferentes de hemócitos en la hemolinfa: prohemócitos (9.8%), plasmatócitos (38.8%), células granulares (44.2%) y oenocitoides (7.3%).

Después de 3, 6, y 18 h de haber sido inoculado el hongo, la proporción de plasmatócitos para los diferentes tiempos (48.6, 50.7, 45%, respectivamente) era más alto con relación a la proporción de células granulares la cual fue mas baja para los mismos tiempos (38, 36.8, 35%, respectivamente). Entre las 18 y 24 horas siguientes la agregación y formación de nódulos sólo se comenzó después de un periodo de retraso, debido a la expresión de un mecanismo secundario de defensa expresado por el hongo pero finalmente se formaron nódulos melanizados adheridos al tejido del insecto, donde se determinó que la fagocitosis de células de levaduras del hongo continuó, a pesar de ocurrir melanización. Este estudio demostró que la producción de péptidos es inducido en respuesta a éstas células de levadura (observaciones inéditas) y que los mecanismos celulares son la línea principal de defensa contra el hongo en C. quinquefasciatus.

Son pocos los estudios que han evaluado la accion combinada entre nematodos y hongos entomopatogenos en la infección de insectos. Recientemente, Molina et al. (2007), evidenciaron que la interacción entre el nematodo Heterorhabditis bacteriophora JPM4 con el hongo Metarhizium anisopliae Cepas LPP45 y LPP39, de alta y media virulencia respectivamente en larvas de Diatraea saccharalis, fue comprobada la existencia de un efecto adictivo entre el nematóide y el hongo de medía virulencia M. anisopliae LPP39, mostrando que la acción combinada de estos entomopatógenos, hipotéticamente venció más rápidamente el sistema inmunológico del insecto y causó la mayor infección y multiplicación de los mismos, con TL50 de 1,8 días, valores diferentes a los tratamientos individuales, donde la aplicación solo del nematóide, presentó TL50 de 2,1 días. El hongo de alta virulencia logró una TL50 de 4,0 días. Así el uso combinación entre nematóide y hongo M. anisopliae LPP39, incrementa la eficiencia de los dos agentes entomopatogênicos, resultando en un efecto adictivo en la mortalidad de D.sacharalis.

7. CONCLUSIONES

• Los insectos han desarrollado mecanismos de defensa inmune contra otros insectos con características parasíticas y/o organismos patogénicos, presentándose esta interacción como un proceso dinámico de constante coevolución. De allí que se presenten diferentes grados de respuestas inmunológicas, donde en las relaciones de poca especificidad entre cualquiera de los dos grupos (hospederos o patógenos) uno de ellos puede verse beneficiado y el otro perjudicado.
• Los hospederos de insectos presentan una serie de reacciones inmunológicas celulares y humorales cuando un invasor, (Patógeno, parasitoide), penetra a la hemolinfa y dichas reacciones tratan de suprimirlo, variando esta respuesta, por las características del hospedero, características del invasor. Esta respuesta se traduce en el hospedero o en el invasor en inmunidad completa o en mortalidad, de acuerdo a los grados de respuesta del sistema inmune en ambos.
• Las más importantes reacciones celulares de defensa son la fagocitosis y la encapsulación de organismos invasores o cuerpos extraños en la hemolinfa. Estas reacciones determinan cambios en las cantidades de los hemócitos (granulócitos, coagulócitos, plasmatócitos etc), que varían dependiendo de la naturaleza del invasor y su cantidad y del estado nutricional del hospedero.
• Las reacciones inmunológicas humorales (reacciones de defensa no celulares) que simula la producción de anticuerpos de mamíferos, es un término aún controvertido. Básicamente se ha determinado la existencia en la hemolinfa de fenoloxidasas y hemaglutininas (lectinas) que podrían simular el papel de antígenos en combinación con proteínas (por ej: proteasas) depositados en la superficie de los invasores. Presuntamente existen otros agentes humorales análogos, como endotoxinas, Lisozimas (enzimas), cecropinas (péptidos antibacteriales) que podrían desarrollar el papel de defensa humoral pero aún no hay nada esclarecido de la forma y el momento como se presentan dichos agentes en el hospedero.
• Existen organismos que han adoptado estrategias defensivas e inmunosupresoras desarrolladas coevolutivamente, ante las reacciones celulares y humerales de sus hospederos. Tal es el caso de los parasitoides que junto con la asociación simbiótica de virus y una producción de veneno, suprimen procesos defensivos celulares de us hospedero. Por otro lado patógenos cono los nematodos, gracias a la asociación simbiótica con bacterias, estas inhiben los procesos defensivos, para que el nematodo no sea encapsulado y se multiplique.
• En otros grupos de patógenos como hongos, bacterias y virus, han demostrado alta eficiencia para evitar procesos inmunológicos, desarrollando durante su evolución una serie de estrategias defensivas, como una invasión rápida y producción de enzimas inmunodepresoras específicas y en el caso de los virus, ellos se enmascaran rápidamente en las células, replicándose velozmente antes de entrar en acción el sistema inmunológico del hospedero.

7. RECOMENDACIONES

• Adelantar estudios que establezcan la forma de acción del sistema inmunológicos en insectos de importancia económica, para así establecer estrategias de control biológico (microbiano) mas efectivas, que involucren una selección de patógenos que determinen alta virulencia, suprimiendo el sistema inmune de la(s) plaga(s) en cuestión.
• Formular investigaciones conducentes a determinar las causas fisiológicas específicas, que determinan la manifestación de reacciones humorales en los insectos y el grado con que estas se manifiestan, ya que en este campo, el conocimiento aún es incipiente.

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JUAN PABLO MOLINA ACEVEDO nació en Bogotá, D.C.- Colombia, el 3 de marzo de 1974. Es Ingeniero Agrónomo de la Universidad Nacional de Colombia sede Bogota. Su carrera como investigador inicio en el Centro Nacional de Investigaciones del Café (CENICAFÉ) Chinchiná-Caldas Colombia en el año de 1998. Por los trabajos desarrollados en este importante centro de investigación, con control biológico de nematodos entomopatógenos en broca del café, en los años de 2000 y 2001 gano el tercer y segundo lugar respectivamente del Premio Nacional de Entomologia Francisco Luis Gallego otorgado por la Sociedad Colombiana de Entomología. En 2004 concluyó su maestria en Maestría en Agronomía (Entomología) otorgada por la Universidade Federal de Lavras, (UFLA), Lavras, Minas Gerais, Brasil cuya tesis tituló: Isolamento, identificação, biologia e produção in vivo de nematóides entomopatogênicos (Rhabditida) provenientes de Lavras. 2004. 96f. Atualmente esta culminando su Doctorado en Producción Vegetal (Nematología-Entomología). en la Universidade Estadual do Norte Fluminense, Laboratório de Entomologia e Fitopatologia en Campos dos Goytacazes, Rio de janeiro, Brasil, donde adelanta estúdios para el control biológico de fitonematodos, donde en el XXVII Congreso Brasileiro de Nematologia realizado entre el 7 al 11 de mayo de 2007, ganó el Segundo lugar entre los mejores trabajos de posgrado.

La monografía fue concluida en Campos dos Goytacazes, Río de Janeiro Brasil, el 10 de junio

de 2007.