Manual de colección y transporte de muestras microbiológicas

Enviado por ecaballe

A.
Introducción
B. Colección y transporte de
muestras microbiológicas
1. Criterios para la obtención,
transporte y recibo de muestras clinicas
C. Guía para la colección
de especimenes clinicos

2.
Hemocultivos
3.Quemaduras
4. Cateter
5. Líquido
cefalorraquideo
6. Ulcera de
decubito
7. Oido
8. Ojos
9. Nasal
10. Nasofaringeo
11. Faringe
12. Esputo por
expectoración
13. Esputo inducido
14. Aspirado traqueal
15. Aspirado
transtraqueal
16. Muestra por
broncoscopia
17. Orina por vaciado
directo
18 Orina por
cateterizacion.
19. Orina por aspiracion
suprapubica
20. Heces
21. Liquidos corporales

22. Liquido
amniótico
23. Secrecion De Glandula De
Bartholino
24. Cervical o
Endocervical
25. Vaginal
26. Secrecion uretral
damas
27. Secrecion
prostatica
28. Secrecion uretral
varones
29. Transporte de la
muestra
30. Criterios de rechazo de muestras
clinicas
31. Causales de rechazo de muestras
clínicas
32. Muestras desaprobadas debido a su
custionable informacion clinica
33. Bibliografia de
referencia

A.
Introducción

El factor fundamental en la calidad del
trabajo que se realiza en la sección de microbiología, lo constituye la adecuada
colección y transporte del espécimen ha evaluar.
Esto resulta particularmente cierto dado la diversidad de
gérmenes que pueden provocar enfermedades infecciosas y
la alta posibilidad de que la muestra pueda
ser contaminada por la abundante y variada flora
saprófita del cuerpo
humano.

La colección y transporte del espécimen
representa un punto crítico debido a que la calidad del
trabajo a realizar en el Laboratorio
de Microbiología está en gran parte condicionado
a la naturaleza de
la muestra y su condición de arribo al laboratorio. Si
el laboratorio no recibe una muestra apropiada, no puede dar un
informe de
utilidad
clínica y en muchos casos puede confundir y alejar al
clínico del verdadero agente etiológico de la
enfermedad. Los elementos de todo el proceso
deben ser claramente expresados, incluyendo sitio de
colección, volumen de la
muestra, número de especímenes, calidad del
mismo, manejo apropiado, forma de transporte, etc.

Es importante recalcar que el tratamiento correcto del
espécimen, es responsabilidad de todos: Médicos
especialistas, internos, residentes, enfermeras, auxiliares,
mensajeros, recepcionistas y laboratoristas, deben contribuir
todos para lograr el objetivo
común.

Una de las mayores responsabilidades del Laboratorio
Clínico es el de desarrollar y promulgar guías
para la Colección y Transporte de las muestras. Estas
instrucciones deben estar accesibles a todo el personal
médico y de enfermería responsable de su
colección y transporte.

En la actualidad los hospitales, policlínicas y
centros de salud a nivel nacional, no
cuentan con una guía para ayudarlos en la
colección y transporte de las muestras
microbiológicas, y es por ello que ponemos a la
disposición de la comunidad
médica en general éste Manual que
intenta llenar una necesidad en nuestro medio como un aporte
del Laboratorio Clínico.

B. Colección y
transporte de muestras microbiológicas

1. Criterios para la
obtencion, transporte y Recibo de muestras
clinicas:

En términos de la efectividad del
laboratorio de microbiología, nada es más
importante que la apropiada selección, colección y
transporte de las muestras clínicas.

Por ello todo el personal que tiene que ver con estas
responsabilidades, debe comprender lo determinante que es el
mantenimiento
de la calidad de la muestra, en la evaluación
e informe de un espécimen clínico. Es
responsabilidad del laboratorio proveer ésta información en forma clara y que sea
fácilmente incorporada en la metodología de trabajo de todas las salas
de atención y hospitalización , el cual debe estar
siempre accesible al personal de enfermería y
médicos como una referencia.

Independientemente del hecho de que algunos tipos de
muestras requieren metodologías de colección muy
especiales, podemos enumerar algunos aspectos generales que deben
ser tenidos en cuenta al coleccionar las muestras
clínicas:

Cuando se va a proceder a tomar un espécimen
clínico, es importante evitar la contaminación con microorganismos
saprófitos del área. Esta flora normal puede
interferir con la interpretación del cultivo y
enmascarar la presencia del verdadero agente etiológico
de la enfermedad.
Seleccione el tipo anatómico correcto donde se
obtendrá el espécimen, y utilice la
técnica apropiada y los instrumentos o elementos
adecuados para su obtención.
En el caso de investigar microorganismos
anaeróbicos, la biopsia y el aspirado con aguja, son las
muestras de elección.

Los hisopos y sistemas tipo
Culturette son los menos deseables para este fin.

Nunca refrigere una muestra por anaerobios.

Coleccione un apropiado volumen de muestra.
Insuficiente material puede ser causa de resultados
falso-negativos.
Identifique cada muestra con el nombre del paciente,
número de identificación personal ( Número
de seguro
social o Cédula de identidad
personal ), procedencia, tipo de muestra, fecha de
colección e iniciales del funcionario que tomó la
muestra.
Coloque la muestra en un receptáculo adecuado
para su transporte con el fin de asegurar la sobre vivencia del
posible agente infeccioso, evitar derrame del espécimen
y mantener las medidas de bioseguridad apropiadas.
Anote en el formulario cualquiera información
de interés,
tales como si el paciente es inmunosuprimido o si recibe
drogas
inmunosupresoras, si recibe antibióticos, diagnóstico presuntivo, interés en
algún germen, etc.

C. Guía para la
colección de especimenes clinicos

1.
Abscesos , fístulas y heridas :

Limpie la superficie del absceso o herida con
solución salina estéril o alcohol
etílico al 70%.
Si el absceso es cerrado, preferiblemente aspire
con aguja la muestra de la base o de la pared de la
lesión Cultive por anaerobios
también.
En caso absceso abierto , fístula o herida,
introduzca un hisopo profundamente dentro de la
lesión, sin tocar el área superficial ya que
puede introducir en la muestra bacterias
que están colonizando la superficie y no están
envueltas en el proceso infeccioso.
No cultive lesiones secas, a menos que esté
presente el exudado.
Puede refrigerar la muestra por 1 hora antes de
enviar al laboratorio.
No envíe solo pus, ya que ésta no es
representativa de la lesión. La base y bordes activos de
la lesión son mas apropiados.

2.
Hemocultivos:

Desinfecte el tapón de caucho del frasco de
hemocultivos con alcohol etílico al 70%. No utilice
solución de yodo para limpiar el caucho.
Desinfecte el sitio de la venopunción con
alcohol etílico al 70% y luego con una
preparación de yodo en círculos
concéntricos hacia fuera del sitio elegido. Espere que
el yodo seque y realice la punción sin palpar de
nuevo.
Coleccione la muestra de sangre a
razón de 1-5 ml para niños y 5-10 ml para
adultos en cada frasco. El volumen de sangre a cultivar es el
factor más importante en la recuperación del
microorganismo.
Cada frasco debe ser servido con una punción
diferente a diferentes horas, a menos que utilice a la vez
frascos para organismos aeróbicos y
anaeróbicos. No llenar todos los frascos con sangre
provenientes de una sola punción.
No tomar sangre del catéter, a menos que se
esté realizando un estudio
epidemiológico.
Los frascos de sistemas computarizados como Bactec
o BacT/Alert deben ser especialmente enviados al laboratorio
inmediatamente después de ser llenados, debido a que
ellos contienen un marcador de fluorescencia que la
computadora debe medir al inicio de la evaluación
de los frascos para obtener una medida inicial de
fluorescencia. En caso contrario, la medida inicial
será muy alta y el sistema
demorará más en detectar los casos
positivos.

3.Quemaduras
:

Limpiar y desbridar la superficie de la quemadura
antes de proceder a coleccionar la muestra.
Una pequeña cantidad de tejido puede ser
apropiada para el cultivo.
Si hay supuración utilice un
Culturette.
Solicite cultivo aerobio solamente.

4. Cateter
:

Limpie la piel
alrededor del catéter con alcohol etílico al
70%.
Asépticamente remueva el catéter y
corte 5 cm de la punta distal y colóquela en un tubo o
envase estéril sin medio de cultivo.
Transporte inmediatamente al laboratorio para
prevenir la desecación.
Catéteres i.v aceptables para cultivos
semicuantitativos son:

Central, CVP, Hickman, Broviac, periférico,
arterial, umbilical, hiperalimentación,
Swan-Ganz.

5. Líquido
cefalorraquideo :

Desinfecte con tintura de yodo al 2%.
Inserte una aguja con estilete en el interespacio
L3-L4, L4-L5 ( niños )

ó L5-S1.

Mida la presión del
líquido.
Coleccione de 1 – 2 ml de LCR en 3 tubos
estériles previamente rotulados.
Si no logra obtener suficiente líquido,
envíe lo colectado al laboratorio de
microbiología primero.
Envíe inmediatamente al
laboratorio.
Nunca refrigere el líquido
cefalorraquídeo.
En la requisición con los datos del
paciente indique la edad y si ha habido antibioterapia
previa.

6. Ulcera de decubito :

Limpie la superficie con solución salina
estéril.
Tome una muestra de biopsia de tejido o un aspirado
con jeringuilla de la lesión.
Un hisopo no es la mejor escogencia para colectar la
muestra, sin embargo, cuando no es posible de otra forma,
presione vigorosamente el palillo en la base de la
lesión para tomar la muestra.

7. Oido
:

La timpanocentesis está reservada para casos
complicados, recurrentes, que no responden a la antibioterapia
y otitis media crónica.
El espécimen de escogencia es un aspirado del
tímpano, ya que éste fluido representa el proceso
infeccioso, no así la flora del canal externo del
oído.
El hisopo no es recomendado para la colección
de muestra para diagnosticar otitis media, ya que puede
contaminarse con la flora externa. Solo en caso de rompimiento
de tímpano, se puede usar el hisopo para recoger el
líquido.

En éste caso se debe limpiar previamente con un
antiséptico el canal del oído externo.

Indique en la orden médica si se trata de
secreción de oído interno, o externo o
líquido de timpanocentesis.
No refrigere la muestra.
No solicite cultivo por anaerobios.
Transporte la muestra rápidamente al
laboratorio.

8. Ojos :

Tome muestra de cada ojo con diferentes hisopos
previamente humedecidos con solución salina
estéril, rotando el algodón por la superficie de
la conjuntiva.

Esto es independiente de que solo un ojo esté
infectado, ya que la muestra del ojo sano puede servir de
control de
la flora normal del paciente, y compararlo con el reporte del
ojo infectado.

Indique en la muestra ,los medios y la
orden médica, si es ojo derecho o izquierdo.
Inocule directamente en medios de agar chocolate,
agar sangre, sabouraud-dextrosa agar y
tioglicolato.
Utilice otro hisopo para colectar muestra para frotis
, el cual debe ser inmediatamente colocado en la
placa.
En el caso de raspado corneal, el método
es el mismo, solo que se utiliza una espátula
estéril para realizar el raspado de la lesión, y
se adiciona una placa para frotis por KOH.
No utilice el término " ojo " o " ocular "
para identificar la muestra. Sea más específico
al describirla: Secreción conjuntival, secreción
corneal, secreción acuosa o vítrea.

9. Nasal
:

Inserte un hisopo humedecido con solución
salina estéril +/- 2cm dentro de la fosa
nasal.
Rote el hisopo contra la mucosa nasal.
Envíe al laboratorio
El cultivo de la fosa nasal anterior, solo
está reservado para la detección de portadores de
Stafilococcus aureus y/o Estreptococos betahemolíticos o
en caso de lesión.
No refrigere la muestra.
El cultivo nasal no predice el agente
etiológico de infecciones en oído medio o el
tracto respiratorio inferior.
No cultive por anaerobios.

10.
Nasofaringeo:

La muestra debe ser tomada evitando la
contaminación con la flora nasal u oral.
Lentamente inserte un hisopo de alginato de calcio
dentro de la Nasofarínge posterior, vía las fosas
nasales. Puede usar un especulo.
Rote lentamente el hisopo para absorber
secreción.
Inocule en medios de agar sangre y agar chocolate en
el sitio o envíe al laboratorio.
La muestra nasofaríngea es muy útil
para detectar portadores de Meningococos o en caso de sospecha
de tos ferina.
El cultivo rutinario de la Nasofarínge no es
recomendado.

11. Faringe
:

Utilizando un depresor, presione la lengua hacia
abajo para observar el fondo de la faringe y el área
tonsilar para localizar el área de inflamación y
exudado.
Utilizando un hisopo de alginato de calcio o de
Dacrón, rote el mismo sobre el área de exudado,
las tonsilas y faringe posterior.

No toque el resto del área de la cavidad oral o
los dientes.

Envíe al laboratorio.
Si el transporte demora, refrigere el Culturette por
1 hora.
No solicite frotis directo de faringe.
Indique si requiere cultivo o prueba directa de
detección de antígenos.
Indique si hay sospecha de otro patógeno
diferente a Estreptococos betahemolíticos ( Ejemplo N.
Gonorrhoeae ).
El cultivo de faringe está contraindicado en
pacientes con epiglotis inflamada.

12. Esputo por expectoración :

El esputo podría no ser la muestra apropiada
para determinar el agente etiológico de neumonía
bacteriana. La sangre, el lavado bronquial o el aspirado
transtraqueal son mas seguros.
Es recomendable que la muestra sea tomada en la
mañana al levantarse.
Coleccione la muestra bajo supervisión de la enfermera o el
médico.
Haga que el paciente se enjuague la boca con agua antes
de expectorar, para remover la flora superficial
oral.
Si el paciente tiene dentadura postiza, se la debe
quitar.
Instruya al paciente para que tosa con fuerza y
profundo, tal que obtenga un esputo que provenga del tracto
respiratorio inferior.
Depositarlo directamente en un envase
estéril.
No colecte saliva. No colecte fluido
post-nasal.
Para pacientes pediátricos que no pueden
producir la muestra apropiada, un terapista respiratorio puede
colectar la muestra por succión.
Si la muestra no puede ser llevada al laboratorio,
puede refrigerarse.
Indique en la orden médica los microorganismos
de interés, ya sea por bacterias, hongos o
micobacterias, cada una con un formulario
diferente.

13. Esputo inducido
:

Haga que el paciente se enjuague la boca con
agua.
Con ayuda de un nebulizador, haga que el paciente
inhale 25 ml de solución salina estéril al
3-10%.
Colecte el esputo inducido en un envase
estéril.

14. Aspirado traqueal
:

Colecte el espécimen a través de una
traqueotomía o tubo endotraqueal.
Con cuidado pase el catéter de polyetileno a
través del sitio dentro de la
tráquea.
Aspire el material de la tráquea utilizando
una jeringuilla o un succionador intermitente.
Remueva el catéter y descarte la
jeringuilla.
Envíe al laboratorio.
No refrigere la muestra.

15. Aspirado transtraqueal
:

Utilice este método cuando su resultado puede
influir grandemente en la terapia, cuando los procedimientos
no invasivos no han sido productivos, cuando la
infección no está siendo controlada, cuando se
sospeche infección por anaerobios o cuando el paciente
está comatoso.
Anestesie la piel del sitio de la colección y
prepare el área.
Inserte una aguja calibre 14 a través de la
membrana cricotiroidea.
Pase un catéter de polyetileno calibre 16 a
través de la aguja y dentro de la tráquea
inferior. Remueva la aguja.
Aspire la secreción con una jeringuilla de 20
ml o un succionador.
Si la secreción es escasa, inyecte de 2 a 4 ml
de solución salina estéril para inducir la tos,
lo que usualmente produce un adecuado
espécimen.
Envíe el envase colector con el tubo
incrustado al laboratorio prontamente.
Evite la entrada de aire al envase
colector.
No refrigere la muestra.

16. Muestra por
broncoscopia :

Colecte el espécimen vía
broncoscopio.
El cepillado bronquial es preferido al lavado, ya que
el lavado es más diluido.
Anestesie el área con Lidocaina al 2%
preferiblemente.
Haga que el paciente inhale por la boca y exhale por
la nariz.
Lubrique ambas fosas nasales con Xylocaina en
jalea.
El paciente pudiera necesitar Demerol intravenoso
para tolerar el broncoscopio.
Lubrique el broncoscopio con Xylocaina al 2% en
jalea, evitando la punta distal.
Introduzca el broncoscopio
intranasalmente.
Para lavado bronquial
Sujete una trampa de Lukens al
broncoscopio.
Introduzca 10 ml de solución salina no
bacteriostática a través del canal
abierto.
Succione el material afuera.
Selle el tubo de la trampa y envíe al
laboratorio.
Para cepillado bronquial
Utilice un broncoscopio de doble lumen.
Inserte la brocha citológica dentro del canal
abierto del broncoscopio y avance.
Empuje la brocha fuera de su protector y realice el
cepillado.
Jale la brocha hacia dentro de su protector y remueva
la unidad de brocha completa.
La brocha se seca al aire rápidamente lo cual
es negativo para el cultivo.
Coloque la brocha dentro del tubo de transporte
conteniendo salina o

Ringer’s lactato.

Envíe al laboratorio
inmediatamente.
Si desea estudio por micobacterias, puede colocar la
brocha dentro de un tubo conteniendo 10 ml de caldo de
Middlebrook 7H9.
Para lavado bronquio-alveolar :
Sujete una trampa de espécimen de 70 ml al
broncoscopio.
Introduzca 100 ml de salina no bacteriostática
a través del canal en pociones de 20 ml.
Después de la tercera o cuarta
inyección de salina, reemplace la trampa de 70 ml por
una de 40 ml..
Envíe las trampas al laboratorio o 10 ml de
líquido de cada una en tubos
estériles.

Comentario: El mayor problema con el lavado bronquial,
es la inhibición de las bacterias por la solución
anestésica.

El cepillado bronquial solamente obtiene 0.001 ml de
muestra, por lo que la brocha debe ser rápidamente
colocada en el líquido de transporte para evitar la
desecación.

La muestra colectada vía broncoscopio puede ser
fácilmente contaminada con la flora oral. Esto puede
reducirse utilizando un broncoscopio de triple
lumen.

El lavado bronquioalveolar es preferido especialmente
cuando el cultivo de esputo no ha sido
satisfactorio.

El análisis cuantitativo de la muestra por
lavado, es clínicamente mas relevante que el
análisis de la muestra de esputo.

17. Orina por vaciado
directo :

Se recomienda recoger la primera orina de la
mañana al despertar.
Lave con jabón los genitales y abundante agua.
Secar.
Dejar escapar la primera porción de orina y a
continuación recoger la muestra directamente en un
envase estéril.
Enviar inmediatamente al laboratorio. Si no se puede,
refrigerar la orina.
No utilizar orina de receptáculos.
NO utilizar orina de pool de 24 horas .
No solicitar cultivo por anaerobios.
El frotis directo por Gram de orina de mujeres
recolectadas por vaciado directo, no es del todo confiable, ya
puede estar contaminado por microorganismos de la flora normal
vaginal.

18. Orina por
cateterizacion :

Limpie la porción del capilar donde se va a
tomar la muestra de orina con alcohol etílico al 70
%.
Inserte la aguja dentro del capilar y colecte la
orina dentro de la jeringuilla.
Transfiera la orina a un envase
estéril.
Enviar inmediatamente al laboratorio. En caso
contrario refrigerar la orina.
La colección de la orina por
cateterización uretral tiene algún riesgo de
forzar hacia la vejiga, parte de la flora normal uretral
durante la inserción del catéter.
No recoja orina de la bolsa del
catéter.
No desconecte el catéter de su bolsa durante
la colección de la muestra.
Paciente con catéter por 48h – 72h
pueden ser colonizados con múltiples
aislamientos.
Indique en la orden médica si la orina ha sido
colectada por

19. Orina por aspiracion
suprapubica :

Descontamine y anestesie el área de la
punción.
Introduzca la aguja calibre 22 dentro de la vejiga
entre el pubis y el ombligo.
Aspire alrededor de 20 ml de la vejiga y transfiera
la orina asépticamente a un envase estéril o tape
la aguja y envíe la jeringuilla.
Enviar inmediatamente al laboratorio, o
refrigerar.
Esta técnica evita la contaminación de
la orina por microorganismos de la uretra o
perianales.
Es útil cuando se sospecha infección
por anaerobios, en pacientes pediátricos si hay problema
en la colección de la orina, pacientes con trauma en la
médula espinal y en general en aquellos en que el
método del vaciado directo o cateterización no ha
sido posible.
Indique en la orden médica cuando la orina ha
sido colectada por punción
suprapúbica.

20. Heces
:

Coloque la muestra dentro de un envase limpio, con
cierre hermético y no necesariamente
estéril.
No cultive si la muestra es dura o bien
formada.
No se recomienda el uso de Culturette, salvo para
infantes y pacientes con diarrea activa. Si lo utiliza,
recolecte mas de 2 g de muestra.
Para estudios por Rotavirus y Cl. difficile,
envíe solo muestra diarreica, y no utilice
hisopo.

21. Liquidos corporales :
liquido abdominal, ascitico, bilis, sinovial, peritoneal,
pericardico, pleural, paracentesis y toracico
:

Desinfecte el área con tintura de yodo al
2%.
Obtenga la muestra vía aspiración con
aguja percutanea o cirugía.
Transporte inmediatamente al laboratorio.
Puede enviar la muestra para cultivo
inoculándola en una botella para
hemocultivos.
Siempre envíe una apropiada cantidad de
líquido, dependiendo de las pruebas que
requiera.
Nunca envíe la muestra en hisopo.

22. Liquido
amniótico:

Coleccione por aspirado vía amniocentesis,
cesárea o catéter intrauterino.
Aspiración de la membrana vaginal no es
aceptable debido a contaminación por la flora vaginal
normal.
Puede enviar en un tubo estéril o en un
sistema de transporte para anaerobios.

23. Secrecion De Glandula De
Bartholino

Desinfecte la piel con una preparación de
iodo.
Pus por absceso de la glándula puede ser
colectado por palpación digital del ducto.
Aspire el líquido del ducto preferiblemente
con aguja y jeringuilla.
Puede utilizar un sistema de transporte para
anaerobios.

24. Cervical o Endocervical

Visualice el cerviz utilizando un especulo sin
lubricante.
Remueva la mucosa y secreción del canal con un
hisopo y descártelo.
Con un nuevo hisopo estéril de alginato de
calcio, dacrón o algodón no tóxico,
obtenga muestra del canal endocervical.
Preferiblemente inocule la muestra en un plato de
Thayer-Martin y el resto envíelo al
laboratorio.
Con otro hisopo coleccione muestra para colocarla en
una placa para frotis.
Un cultivo anal puede ser colectado para
acompañar la muestra cervical cuando se sospecha
N.gonorrhoeae, ya que el recto podría ser el
único sitio positivo

post-tratamiento.

No refrigere la muestra. Envíe pronto al
laboratorio de microbiología.

25.
Vaginal

El cultivo rutinario de secreción vaginal no
es apropiado debido a la presencia de alto número de
microorganismos saprófitos en el área que hacen
difícil la interpretación del
cultivo.
Descarte el exceso de secreciones
externas
Obtenga la secreción de la mucosa vaginal con
un palillo estéril no tóxico o con una
pipeta.
Con otro palillo obtenga muestra y colóquela
en una placa para frotis directo.

Esta placa puede servir también para confirmar
vaginitis bacteriana.

No solicite cultivo por anaerobios.

26. Secrecion uretral damas

Colecte la muestra al menos 1 hora después que
el paciente a orinado.
Remueva el exudado del orificio uretral.
Colecte la descarga de material en un hisopo no
tóxico por masaje de la uretra.
Si no hay descarga, lave la uretra externa con
jabón Betadine y enjuague con agua. Inserte un hisopo 2
a 4 cm dentro de la uretra y rote el palillo.
Envíe la muestra rápidamente al
laboratorio.

27. Secrecion
prostatica

Colecte la muestra al menos 1 hora después que
el paciente a orinado.
Limpie la glándula con jabón
antiséptico y agua.
Proceda a masajear la próstata a través
del recto.
Coleccione el fluido en un hisopo estéril y no
tóxico o en un tubo estéril.
Es muy útil también para recuperar
gonococos, el cultivo de orina después del masaje
prostático.

28. Secrecion uretral
varones

Colecte la muestra al menos 1 hora después que
el paciente a orinado.
Inserte un hisopo urogenital 2-4 cm dentro del lumen
de la uretra.

Rote el hisopo..

Preferiblemente inocule directamente en un medio de
Thayer-Martin.
Utilice otro hisopo para tomar muestra para el frotis
directo.

La placa debe ser hecha en el sitio.

No refrigere la muestra.
Envíe rápidamente al
laboratorio.
No solicite cultivo por anaerobios.

29. Transporte de la
muestra

La mayoría de las especies bacterianas son
vulnerables a demoras en su procesamiento, cambios de temperatura,
humedad, etc. Durante el transporte las bacterias de
rápido crecimiento, pueden crecer sobre los
patógenos más fastidiosos y de crecimiento lento o
con requerimientos especiales, por lo que es vital en el
éxito del cultivo que la muestra sea transportada y
procesada con la celeridad necesaria.

Todas las muestras deben ser enviadas inmediatamente al
laboratorio después de colectadas. Se debe instruir al
personal médico, de enfermería y mensajeros en la
importancia de un transporte expedito de las muestras
clínicas.

En los casos en que el transporte o el proceso pudieran
demorar, se establecen a continuación las condiciones de
temperatura para algunos tipos de muestras:

Mantenimiento a 4 °c :

tejido de autopsia, lavado bronquial, catéter
i.v , biopsia de pulmón ,

líquido pericardico, esputo, orina.,
Quemaduras, oído externo.

Mantenimiento a temperatura ambiente
:

LCR, Líquido sinovial,, abdominal y
amniótico, bilis, cul-de-sac,

aspirado de pulmón, lesión, placenta,
nasal, aspirado transtraqueal,

orina suprapúbica, raspado corneal, sangre,
humor vítreo, médula ósea,

cérvix, conjuntiva, genitales, heces,
nasofaríngeo, tracto respiratorio superior., heridas,
cultivos por anaerobios, ocular, genital, oído
interno.

En general no guarde una muestra por mas de 24h bajo
ninguna condición.

Sin embargo, los virus
permanecen estables por 2 a 3 días en medios
de

transporte apropiados.

El transporte óptimo de la muestra depende en
gran parte del volumen obtenido. Mientras menor sea su volumen,
con mayor rapidez debe transportarse.

Microorganismos sensitivos a las condiciones
ambientales, como N. meningitidis, N. gonorrhoeae y H. Influenzae
se recomienda sembrar directamente en platos en el sitio de
colección, de la muestra.

Si se anticipa que habrá demora en el
envío de la muestra o si el cultivo ha de ser enviado a
otro laboratorio, se recomienda utilizar medios de transporte
adecuados como Stuart, Amies o Cary-Blair. No enviar
hisopo.

No deje de tener en cuenta que los medios de transporte
están formulados para mantener la viabilidad de los
microorganismos, sin embargo, algunos podrían no
sobrevivir en un medio pobre en elementos nutricionales
específicos.

Siempre que sea posible, las muestras deben ser enviadas
directamente al laboratorio de microbiología, sin utilizar
las áreas de recibo central u otros departamentos del
laboratorio.

30. Criterios de rechazo de muestras
clinicas

El personal del laboratorio debe tener siempre presente
que los especímenes clínicos que son enviados para
su evaluación, representan elementos de suma importancia
en la detección, evaluación y control de
enfermedades potencialmente activas que aquejan al paciente y que
la rapidez y eficiencia con
que se logre obtener información de utilidad
clínica de las mismas, tendrá directa repercusiones
en la salud del paciente, el manejo racional y adecuado de los
recursos del
laboratorio, la seguridad del
resto de los pacientes y el personal que allí labora, el
control de los antibióticos, el tiempo de
hospitalización, disminución de costos de
operaciones y
en general la credibilidad del laboratorio y el hospital en
general.

Por todo lo anterior las muestras que son recibidas por
el laboratorio, deben ser apropiadamente colectadas,
transportadas y procesadas. Estas muestras deben representar la
probable infección, de lo contrario el procesamiento y
reporte de muestras no adecuadas puede proveer información
equivocada, lo cual puede llevar a un mal diagnóstico y
por consiguiente fallas en el tratamiento que pueden poner en
peligro la vida del paciente.

Consecuentemente, el laboratorio debe poner en
ejecución una política estricta
de aceptabilidad y rechazo de muestras
clínicas.

31. Causales de
rechazo de muestras clínicas

Muestras no rotuladas o sin
identificación.
Discrepancia en la identificación del
paciente y la muestra.
Inapropiado envase o inapropiado medio de
transporte.
Demora prolongada en enviar la muestra al
laboratorio.
excepto sangre.
Duplicación de muestra del mismo paciente
dentro de 24h,
No indicar tipo de muestra o
procedencia.
No indicar tipo de examen en la orden.
Muestra con preservativos.
Muestra derramada o rotura del envase.
Hisopos secos.
Un solo Culturette con múltiples
ordenes.
Muestra para anaerobios en envase
inapropiado.
Cultivo por anaerobios de muestras con flora
anaeróbica normal.
Frotis de Gram por N. gonorrhoeae de muestras de
cérvix, vagina y cripta anal.
Cultivo por anaerobios de orina colectada por
vaciado directo.
Orina colectada de la bolsa del
catéter.
Saliva.
Frotis directo por Gram de hisopos.
Volumen inadecuado.
Contaminación obvia de la
muestra.

32. Muestras desaprobadas
debido a su custionable informacion clinica

Hisopo superficial oral.
Hisopo de decúbito.
Hisopo de úlceras varicosas.
Hisopo de lesión superficial
gangrenosa.
Contenido de vejiga.
Vómito.
Punta de catéter Foley.
Descarga de colestomía.
Loquios.
Aspirado gástrico de recién
nacido.
Frotis faríngeo o nasal.

Muestras no adecuadas para cultivo por anaerobios
:

Lavado bronquioalveolar desprotegido.
Hisopo cervical.
Aspirado endotraqueal.
Loquios.
Hisopo nasofaríngeo / Secreción
faríngea.
Líquido seminal o
prostático.
Esputo por expectoración o
inducido.
Heces o muestra rectal.
Secreción uretral / hisopo vaginal o
vulvar.
Orina por vaciado directo o
catéter.

33. Bibliografia de
referencia

A Guide to Specimen Management in Clinical
Microbiology.

J. Michael Miller.

A.S.M Press, 1998, American Society for
Microbiology.

Wsahington DC

Essential Procedures for Clinical
Microbiology.

Henry Isenberg – Editor in Chief.

A.S.M Press, 1998, American Society for
Microbiology,

Washington DC

Manual of Clinical Microbiology.

Edition, 1999, Patrick Murray – Editor in
Chief.

A.S.M Press, American Society for Clinical
Microbiology,

Washington DC.

Laboratory Diagnosis of Urinary Tract
Infections.

Cumitech 2B. Cumulative Techniques and Procedures in
Clinical Microbiology.

Coordinating Editor Alice Weissfeld.

ASM Press. American Society for Microbiology.

Laboratory Diagnosis of Lower Respiratory Tract
Infections.

Cumitech 7A. Cumulative Techniques and Procedures in
Clinical

Microbiology.

Coordinating Editor John Washington II.

ASM Press. American Society for Microbiology.

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Coordinating Editor Alice Weissfeld.

ASM Press. American Society for Microbiology.

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ASM Press. American Society for Microbiology.

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Cumitech 1B. Cumulative Techniques and Procedures in
Clinical Microbiology.

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ASM Press. American Society for Microbiology.

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Infections.

Cumitech 17A. Cumulative Techniques and Procedures in
Clinical Microbiology.

Coordinating Editor Ellen Jo Baron.