Viejas variantes para el aislamiento de hongos (página 2)

Para potenciar el aislamiento de levaduras sobre bacterias se procede
según lo planteado para mohos, aunque no debe utilizarse
estreptomicina.

Una variante sugerida por Kinderlerer y Phillips-Jones (1992)
para el aislamiento de levaduras xerófilas, consiste en la
utilización de Glicerol-Dicloran. Se prepara como se ha
descrito para el Dicloran.  Resulta muy útil para las
muestras con una actividad del agua menor que 0,95. Se
incuba   a 25 ºC durante 7 a 21 días (Hocking
y Pitt, 1992). El medio tiene una actividad del agua de 0,95 y un
pH 5,6 (que puede rebajarse,
como se ha explicado). Suprime las bacterias y restringe los
mohos, permitiendo el crecimiento, pero con lentitud, de
levaduras (Deák, 1992).

c) Técnicas de
enriquecimiento

En ocasiones es preciso potenciar, o amplificar, la presencia
de hongos en una muestra, previo a su aislamiento.
En esos casos resultan adecuadas las técnicas de
enriquecimiento. El primer paso consiste en incorporar la muestra
en un medio líquido que contenga extracto de carne o
extracto de levadura y su pH sea 3,7.  A continuación
se incuba de 24 a 72 horas a temperaturas entre 25 º  y
30 ºC, y del crecimiento obtenido se hacen siembras en
medios sólidos (tal como
se sugiere en el acápite anterior). Esta variante tiene como
inconveniente que falsea la proporción real en que se
encuentra lo buscado en la muestra.

Si se desea aislar levaduras, a partir de muestras muy
contaminadas con mohos, el desarrollo de estos
últimos se puede restringir:

a)       Mediante la
exclusión de aire: esto se logra
añadiendo una capa de parafina líquida (o aceite mineral) estéril
sobre la superficie del medio de cultivo, una vez realizada la
adición de la muestra. Esta capa debe tener un grosor de 1
cm. Se incuba como se explicó previamente, hasta obtener un
crecimiento adecuado.

b)       Otra variante consiste
en añadir la muestra al medio en un erlenmeyer de 250 mL
(ej. 10 g de muestra en 90 mL de medio). Una vez cumplido el paso
anterior, los erlenmeyers se colocan en una zaranda  agitan
  durante el tiempo y a las temperaturas ya
sugeridas. Los mohos, en estas condiciones, no esporulan, sus
micelios se agregan en forma de
esferas[1] y se ven superados en
multiplicación por las levaduras presentes, que se
distribuyen de forma homogénea en el medio de cultivo.

 Para el aislamiento de levaduras osmofílicas son
muy útiles los medios con  un 30 – 50% de glucosa y 30% de agar. Luego,
las especies aisladas, en su mayoría, crecen sin dificultad
en medios con concentraciones normales de glucosa.

En sentido general se prefieren medios de cultivos
sólidos ya que posibilitan la observación de las
colonias (caracteres macroscópicos). Sin embargo, para el
estudio de hongos acuáticos el aislamiento debe iniciarse en
medios líquidos para lograr una aproximación a su
hábitat.

Para finalizar, les propongo algunas formulaciones que han
resultado muy útiles para el aislamiento de hongos.

Formulaciones de algunos medios de cultivo útiles para
el aislamiento de hongos*

*El pH de los mismos puede modificarse siguiendo lo orientado
en el acápite de "medios de cultivo"

Referencias

1. Castañeda, RF: Parámetros empleados para la
   identificación de los hongos conidiales. Pasado y presente
   en la taxonomía de los
   hifomicetes. Rev. Protección Veg. 16 (2-3): 92-101,
   2001.
2. Deák T: Media for enumerating spoilage yeasts. pp.
   31-38 en: Modern Methods in Food Mycology. Samson RA et al.,
   editores. Elsevier, Amsterdam. 1992.
3. Harrigan, WF y ME. McCance: Métodos de Laboratorio en Microbiología.
   Editorial Academia. León, España. 1968.
4. Hocking A, Pitt JI: Introduction and summary of the first
   international workshop on SMMEF. pp. 3-7 en: Modern Methods in
   Food Mycology. Samson RA et al., editores. Elsevier, Amsterdam.
   1992.
5. Jarvis B, Williams AP: Methods for detecting fungi in foods
   and beverages. pp. 599-636 en: Food and Beverage Mycology.
   Beuchat LR, editor. Van Nostrand Reinhold, New York. 1987.
6. Jennings, DH: Fungal Biology, understanding the fungal
   life. BIOS Scientific Publishers
   Limitied. 1996.
7. Kinderlerer J, Phillips-Jones M: Mycology and spoilage of
   hazelnuts. pp. 133-139 en: Modern Methods in Food Mycology.
   Samson RA et al., editores. Elsevier, Amsterdam. 1992.
8. King AD: Methodology for routine mycological examination of
   food. pp. 11-20 en: Modern Methods in Food Mycology. Samson RA
   et al., editores. Elsevier, Amsterdam. 1992.
9. OXOID Limited: The OXOID Manual of Culture Meida,
   Ingredientes and other Laboratory Services. Third Edition.
   London. 1972.
10. Pitt JI.: Collaborative study on media for detection and
    differentiation of Aspergillus flavus and A. parasiticus, and
    the detection of aflatoxin production. pp. 303-308 en: Modern
    Methods in Food Mycology. Samson RA et al., editores. Elsevier,
    Amsterdam. 1992.
11. Pitt JI et al: Recommended methods for mycological
    examination of foods. pp. 365-368 en: Modern Methods in Food
    Mycology. Samson RA et al., editores. Elsevier, Amsterdam.
    1992.
12. Skaar I, Stenwig H: Malt-yeast extract -sucrose agar, a
    suitable medium for enumeration and isolation of fungi from
    silage. Applied and Environmental Microbiology 62: 3614 – 3619,
    1996.
13. Zapater, RC: Atlas de Diagnóstico
    Micológico. Edición Revolucionaria.
    Tercera Edición. Instituto Cubano del Libro. La Habana, 1973.

Autor:

Dr.C. Guillermo Barreto Argilagos

Centro para el Desarrollo de la Producción Animal
(CEDEPA)

Facultad de Ciencias Agropecuarias

Universidad de Camagüey

[1] Esta cualidad es la que
impide evaluar el crecimiento de mohos en sistemas batch a través del
incremento de la DO, como se hace con levaduras y
bacterias.