Identificación, caracterización, y aislamiento in vitro de hongos fitopatógenos del Camu – Camu (página 2)

ENFERMEDADES REPORTADAS:

* Lasiodiplodia theobromae (Muerte
regresiva)

L. theobromae es un parásito
facultativo que generalmente infecta a sus plantas
huéspedes penetrando a través de heridas y de
tejidos en
descomposición. El hongo es de aparición frecuente
en las regiones tropicales y subtropicales, en donde ha sido
identificado como la causa de enfermedades en
aproximadamente 280 especies de plantas vasculares, entre las
cuales destacan aguacate, algodón, cacao, café,
caña de azúcar,
caucho, mango,
maní, pino, tabaco, etc. .
RIVA 1997.

* Rosellinia sp. (Rosellinia).

Rosellinia sp. es otro hongo del suelo que puede
producir daños en plantas jóvenes de vivero. Se
encuentra en todos los suelos, en
maderas muertas o en descomposición, necesitando humedad
para su desarrollo. En
plantas adultas, el hongo convive con la planta sin producir
daños aparentes y donde podría producir
daños, que son en plantones, es difícil que la
planta llegue infectada desde el vivero debido a los cuidados de
cultivo y controles que en ellos se efectúan. TCA
1997.

* Fumagina. Capnodium
sp.

TCA menciona la presencia de fumaginas del
genero
Capnodium el cual se presenta asociado a insectos principalmente
del orden homóptero, tanto en plantas de vivero como en
plantaciones adultas.

• IV. Materiales y
  métodos

• UBICACIÓN Y DURACIÓN DE LA
  PRÁCTICA.

La práctica se realizó en dos fases: Fase de
Campo.- la práctica se realizo en los distritos
(Callería, Yarinacocha Y Campo verde) de la Provincia de
Coronel Portillo. Departamento de Ucayali en los cuales esta
concentrada más del 60% de las plantaciones establecidas
de camu camu. Fase de Laboratorio.-
Las muestras recolectadas fueron analizadas en el laboratorio de
Fitopatología de la Universidad
Nacional De Ucayali. La Evaluación
tuvo una duración de 2 meses teniendo como inicio el 1 de
marzo y como término el 1 de mayo del 2005.

3.2 METODOLOGIA DE LA PRÁCTICA.

3.2.1 CAMPOS VISITADOS.

Dentro de los campos que se visitaron la edad de
las plantaciones varían entre 4 a 8 años de edad
todas estaban en producción (ver Cuadro 01).

Cuadro 01: Ubicación de las de los lugares visitados
por distritos, caseríos .

En cada una de estas parcelas se recolectaron muestras de
hojas, frutos, tallos y raíces, colocadas en bolsas de
polietileno, para ser llevados al laboratorio de
Fitopatología de UNU, donde se procedió a la
caracterización de la sintomatología y aislamiento
e identificación del agente causal.

3.2.2 LABORATORIO

• A. AISLAMIENTO DE HONGOS.

1. Lavado y desinfección de tejidos
afectados.

a. Partes subterráneas (raíces)

Se lavan con abundante agua
corriente, con la ayuda de un cepillo suave. Luego de ser lavado
se procede a cortar en trocitos y luego desinfectar en
hipoclorito de sodio al 1 % por un tiempo de 2
minutos.

b. partes aéreas (hojas, tallos, frutos y
flores).

Los tejidos aparentemente limpios no necesitan lavado, excepto
el que se hace durante la desinfección, con hipoclorito de
sodio al 0.5% por 1 minuto.

2. Siembras

La muestra colectada
con síntomas característicos de la enfermedad del
cual se desea aislar el agente causal debe estar lo
suficientemente limpio y desinfectado. Cuando se trata de hojas
se cortan porciones de 0.5 cm o menos en cuadrados que incluyan
tejidos enfermos y aparentemente sanos. En el caso de tallos y
raíces delgadas se hacen secciones de 0.5 cm de largo. La
desinfección del tejido se realiza después de
cortado las muestra en trocitos, estos se sumergen en vasos que
contienen hipoclorito de sodio al 0.5-1 %. Para sembrar el
material hay que secar en papel filtro estéril y luego
dentro de la cámara de siembra se aísla en la placa
de petri con el medio escogido. Por lo general se hacen cuatro
siembras equidistantes en una placa petri.

• B. OBSERVACIÓN DE LAS PLACAS
  DE SIEMBRA.

Se observaron las placas todos los días porque algunos
hongos crecen
muy rápido. Todos los trozos inoculados pueden resultar en
el crecimiento de un mismo hongo, pero por lo general se aprecia
el crecimiento de varias colonias diferentes,
distinguiéndose unos de otros por el color de micelio,
tipo de desarrollo, postrado o algodonoso, etc. Muchas
inoculaciones no desarrollaban. El hongo que predomina es el que
merece mayor atención, pero no se deben descuidar a los
otros, excepto que sean contaminantes usuales.

Una vez que el hongo de interés
haya crecido unos 2 cm de su punto de origen o estén por
hacer contacto con otras colonias que hubieran desarrollado en
una misma placa, es el momento de trasportarlos del margen de
avance a otras placas o tubos inclinados para su futura
identificación y prueba de patogenicidad.

Cuando a simple vista no se distinguen adecuadamente
similitudes y diferencias entre las colonias, se pueden observar
los hongos por ambos lados de las placas, sin abrirlas, con un
microscopio
estereoscopio. Con el microscopio compuesto, a bajo aumento es
posible ver a través del fondo las estructuras
fungosas en el medio, las situadas en la superficie y aun las
aéreas.

• C. IDENTIFICACIÓN DE
  ENFERMEDAD.

La identificación del agente causal requiere de la
ejecución de varios pasos consecutivos que pueden variar
según las circunstancias, pero generalmente consisten en
lo siguientes.

• a. Observación de síntomas y signos
  (señas de patógenos sobre la planta).

• b. Observación de aislamiento de in
  vitro.

• c. Correlación de lo observado con la
  bibliografía pertinente como libros de
  Fitopatología general (Agrios 1995),
  ilustración de géneros imperfectos (Barnett
  & Barry 1972), Fitopatología "Experiencias en la
  amazonia Peruana" (Sánchez 2001).

• V. Resultados y
  discusión

4.1 Identificación de hongos:

De los siete lugares visitados, el Caserío Bellavista
del distrito de Yarinacocha se identificaron el mayor numero de
hongos que fueron ocho (8), mientras en el Caserío de
Pucallpillo, el Km. 10 CFB (Fundo santa rita) se identificaron
seis enfermedades, en el Km. 19 y 22 de CFB se identificaron
cinco enfermedades, mientras en el Km 6 (UNU) se identificaron
cuatro (4) enfermedades y en el Km. 44 CFB tres enfermedades,
como se observa en el siguiente cuadro.

Cuadro N°2. Hongos identificados en ecosistemas
aluviales. Pucallpa 2005.

Fuente: Autor

Cuadro N°3. Hongos identificados en ecosistemas de
terrazas altas, Pucallpa 2005.

4.3 Caracterización de síntomas
y del agente causal por órgano que parasita.

RAIZ:

A. Fusarium sp.

Identificación.

Reino : Mycetae

División : Eumycota

Sub división 3 : Deuteromycotina,

Clase : Hyphomycetes

Orden : Hyphales (Moniliales)

Familia : Tuberculariaceae,

Género : Fusarium sp.

Aspectos generales del género.

Fusarium sp, es una enfermedad que puede catalogarse
como universal. Este es un hongo típico de suelo, que en
zonas cálidas y húmedas causa marchitamiento de
follaje. Esta enfermedad es causada por un hongo presente en el
suelo, en condiciones ambientales favorables para el desarrollo
de la enfermedad son: suelos moderadamente ácidos,
sueltos y arenosos; temperatura
elevada (más de 25ºC) y lluvias suficientes para la
evolución normal de la planta
Síntomas. Se ha observado en el caserío
Bellavista del distrito de Yarinacocha; una planta adulta con los
siguientes síntomas: amarillamiento general de las hojas
que luego estos se marchitan, y hay una defoliación (ver
figura 1), los frutos cuajados son escasos, poco desarrollados
cuando y de maduración defectuosa. Estos síntomas
se observan por que el hongo penetra por las raíces y se
localiza en los vasos leñosos de éstas y del tallo,
impidiendo o dificultando la ascensión y
circulación de la savia, produciendo el pardeamiento del
tejido leñoso. Y al momento de extraer la raíz de
la planta se observo una decoloración algo rojizo
opaco.

Figura 1. planta adulta de camu camu con
síntomas de Fusarium sp. Ucayali, Perú
2005.

Pruebas realizadas en la laboratorio.

De las muestras que se trajeron del caserío, se
realizaron las siguientes pruebas:
Cámaras húmedas, luego de 4 días se
observo crecimiento micelial de color blanco alrededor de las
manchas de color pardizo, se realizaron montajes de estos para
observaciones microscópicas, donde se observaron solamente
microconidios unicelulares. Aislamiento in vitro
de la raíz, estos al 3 día de incubación se
observó un crecimiento micelial de color blanco (ver
figura 2) del cual se realizaron observaciones
microscópicas donde se observo microconidios unicelulares,
elipsoidales, fusiformes, claviformes, piriformes o subglobosos,
con una base redondeada o truncada en forma de pie, y
conidióforos (ver figura 3:A,B,C,D) no observando los
esporodoquios que es una característica de fusarium
sp pero hay especies que no presentan, en algunos casos
sólo constan de una célula
conidiógena, en otros están ramificados.

Figura 2. Aislamiento de Fusarium sp
in vitro (PDA) Ucayali, Peru 2005.

Figura 3. microfotografía: A: conidios
sueltos (400x). B: Macroconidios (Mc).

C: macro y microconidios. D: conidioforo
sosteniendo los conidios.(400x). Ucayali, Peru 2005.

B. Dinemasporium sp.

Identificación:

Reino : Mycetae

División : Eumycota

Subdivisión : Deuteromycotina.

Clase : Coelomycetes

Orden : Sphaeropsidales

Familia : Sphaeropsidaceae

Genero : Dinemasporium sp.

Este hongo es considerado como saprofito por lo que no se
sabría decir si esta causando un daño
directo a la planta o es un patógeno secundario por lo que
hay seguir observando en las plantaciones. De las muestras de
raíz de camu camu obtenidas en el Caserío
Bellavista se sometieron a cámara húmeda, donde
luego de 6 días, se observaron picnidios negros y
superficiales, la cual se realizaron cortes horizontales de la
raíz para las observaciones microscópicas. Donde se
observa las setas de color negro (ver figura 4: A, B), conidios
hialinos en forma de canoa que en los extremos tienes como unos
agujones (ver figura 5:A,B). Ecología: en varias
especies de la hierba, no comunes en la caña

Figura 4. Microfotografía A: B: setas y
conidios sueltos alrededor (200x). Ucayali, Perú 2005.

Figura 5. Microfotografía A: B: Conidios
característicos de Dinemasporium sp. (400x).
Ucayali, Perú 2005.

• HOJAS

• A. Marssonina sp.

Identificación;

Reino : Mycetae

División : Eumycota

Subdivisión : Deuteromycotina.

Clase : Coelomycetes

Orden : Melanconiales

Familia : Melanconiaceae

Genero : Marssonina sp.

Síntomas:

En el camu camu se observa dos tipos de síntomas
así como en plantas jóvenes como adultos estos
síntomas son locales que generalmente se observa en hojas
en formación o brotes nuevos, no encontrándose
todavía en ramas.

Marssonina acérvulos grandes (Ver figura
6A); empiezan con pequeñas manchas
cloróticas circulares de 2-4 mm. De diámetro sobre
la superficie de las hojas, estas manchas se levanta formando
pequeñas moteaduras cuyo centro se torna de color negro y
rodeado de un halo amarillo pajizo (ver figura 7), estas
pequeñas moteaduras coalecen formando manchas mucho
más grandesal momento de romperse la epidermis da lugar a
la salida de los acervulas (ver figura 9 A:B)que contienen los
conidios hialinos bicelulares, ovoides o elongados (ver figura
10:A,B,C) , estos son liberados en el haz (ver figura 7) y
también por el envés de la hoja del mismo acervulo
(ver figura 8) y estos dispersados por el viento, las lluvias, en
caso de restingas por los ríos y cuando se transporta
material vegetal de un lugar a otro.

Marssonina acérvulos pequeños.-

Los síntomas que presenta son similares a los de
Marssonina sp de acérvulos grandes la
única diferencia radica en que estos presentan
acérvulos más pequeños de unos 0.1 – 0.25 mm
de diámetro (ver figura 4B), dando un aspecto de una lija
fina, de acuerdo a dicho anteriormente este síntoma
podría corresponder a una fase asexuada de Marssonina
sp o también podría ser que pertenezca a otra
especie. Las hojas infectadas se amarillean, se secan y
finalmente mueren reduciendo el área fotosintética
de las plantas y esto se manifiesta en el poco desarrollo de la
planta, menor llenado de frutos y por ende menor rendimiento.

Figura 6. A: Síntoma de Marssonina sp.
Acérvulos grandes, B: Síntoma de Marssonina
sp. Acérvulos pequeños. Ucayali, Perú
2005.

Figura 7. Microfotografía de Acérvulos de
Marssonina sp (ac)., Rodeado por un halo amarillo. .
Ucayali, Perú 2005.

Figura 8: Microfotografía del corte transversal de un
acervulo donde se observa que en el haz (H) y envés (E) de
la hoja hay liberación de conidios. Ucayali, Perú
2005.

Figura 9. A: Microfotografía de la sección
transversal de un acervulo de, Marssonina (100X) ts:
Tejido sano Te: Tejido enfermo B: Liberación de conidios,
Ac:acervulo, Cn: Conidios liberados. (400X) . Ucayali,
Perú 2005.

Figura 10. A: Microfotografía sección
longitudinal del acervulo donde se observa la disposición
de los los conidios (Cd) (200 X) B:
Microfotografía de la sección longitudinal del
acervulo (400 X). C: Microfotografía de los conidios
Ovoides y bicelulares. . Ucayali, Perú 2005.

De acuerdo a la revisión bibliográfica el
género Marssonina.- presenta tres fases; una
sexual y dos asexuadas; la forma sexual, denominada
Drepanopeziza punctiformis, presenta unos apotecios
sobre las hojas de 100-200 micras, que contienen ascas de 90- 115
micras de longitud por 11-14 micras de ancho, dentro de las
cuales están las ascosporas, que miden 10-14 micras de
longitud por 3-6 de anchura. Esta forma madura durante el
invierno en las hojas caídas al suelo, en primavera
diseminan las Ascosporas, para producir una primera
infección. La forma asexuada 1, también
denominada forma imperfecta, da lugar a la liberación de
conidios procedentes de ramillos tiernos atacados en el
año anterior. En el caso de la forma asexuada 2
produce acérvulos en las hojas, que miden de 210 a 400
micras, en un primer momento son en forma de manchitas
amarillentas y posteriormente, presentan en el centro una
manchita gris o blanquecina mucilaginosa, la cual,
liberará los conidios, que tienen forma de pera y son
bicelulares; reinfectando las hojas a lo largo del periodo
vegetativo. Unidad Sanidad Forestal. Zaragoza.2001

• B.  Fumagina

Identificación

Reino : Mycetae

División : Eumycota

Sub división 3 : Ascomycotina

Clase 3 : Loculoascomycetes.

Orden : Dothidiales,

Familia : Capnodiaceae,

Género : Fumago sp

: Capnodium sp

Estos organismos no son parásitos si no que viven
enteramente de la "mielecilla" él deposito azucarado que
se forma en órganos de plantas o partir de las deyecciones
de ciertos insectos particularmente escamas y áfidos.

De las parcelas visitadas se ha podido identificar dos
géneros de fumaginas presentes en el camu camu que son
Fumago sp. y Capnodium sp. Estos se reproducen
superficialmente en la cara superior como en el envés de
las hojas y tallos del camu camu, formando una película de
color negro. La diferencia entre estos géneros es que
Fumago sp forma colonias circulares en las hojas (ver
figura 11 A:B), mientras que Capnodium sp forma colonias
irregulares (ver figura 13). El desarrollo de estos hongos
están abundante que interfiere con la cantidad de la
luz que llega
a la planta, La presencia de fumaginas en las plantas casi no
tiene importancia alguna sobre el desarrollo normal, pero cabe
mencionar que indica la presencia de insectos y que puede ser
señal de algún problema significativo que pudieran
ocasionar los áfidos o escamas. La fumagina puede
diagnosticarse fácilmente por el hecho de que se
desarrolla micelio y esporas ennegrecido sobre hojas y tallos. En
la figura 12 y 14 se puede observar que estos dos géneros
se adhieren las hojas por medios de
hifas, esto posiblemente para no ser lavado con facilidad por las
lluvias.

Figura 11. A: Hojas afectadas por el
género Fumago sp. B: microfotografía de
colonias de Fumago sp (40X) . Ucayali, Perú
2005.

Figura 12.A: microfotografía de la sección
trasversal de una colonia de Fumago sp. A:B. hf, hifas
de Fumagina, tj: Tejido de la hoja .(200x). Ucayali, Perú
2005.

Figura 14.A;B: Microfotografía. Corte trasversal de una
hoja afectada por Capnodium sp. (200x). Ucayali,
Perú 2005.

• C. Curvularia sp.

Identificación

Reino : Mycetae

División : Eumycota

Subdivisión : Deuteromycotina.

Clase : Hyphomycetes

Orden : Hyphales (moniliales)

Familia : Moniliaceae

Genero : Curvularia sp

Curvularia es un patógeno facultativo, que puede causar
manchas en hojas en diferentes plantas como en, habas, el
algodón, el arroz, la cebada, el trigo, el maíz etc.
Síntomas: Se presenta en hojas desarrolladas donde
se observa manchas de color marrón oscuro de formas
irregulares (ver figura 15) en los bordes y el ápice de 2
a 4 cm2 esta enfermedad no ocasiona perdidas en la producción.

Figura 15. Hojas con síntomas de
Curvularia. Ucayali, Perú 2005.

Las siembras in vitro de hojas con manchas,
desarrollo colonias de crecimiento rápidos con micelios de
color verde oscuro (ver figura 16) de estos micelios se
realizaron montajes microscópicos donde se observan
conidios con divisiones tres a más transversales, o
tabiques, la forma de los conidios tiene generalmente un aspecto
curvado (ver figura 17:A,B), teniendo amplios puntos en cualquier
extremo. Además, la célula
en el centro de la curva es a menudo más grande que
ésas hacia el extremo.

Figura 16.Aislamiento in vitro (PDA)
de Curvularia. Ucayali, Perú 2005.

Figura 17. A: Conidióforos y conidios de
Curvularia (400X). B: Conidio característico de Curvularia
(400x). Ucayali, Perú 2005.

• D. Pestalotia sp.

Identificación:

Reino : Mycetae

División : Eumycota

Subdivisión : Deuteromycotina.

Clase : Coelomycetes

Orden : Melanconiales

Familia : Melanconiaceae

Genero : Pestalotia sp.

Pestalotia es un patógeno secundario, es
saprofito en tejidos muertos y es un parásito débil
que infecta heridas bajo condiciones húmedas.

Síntomas:

Se observa en hojas desarrolladas, manchas circulares, 0.4
– 1.5 cm. De diámetro, de color pajizo con bordes
bien definidos (ver figura 18), así como en el
ápice de las hojas (ver figura 19:A,B), dispuestos en
forma irregular en el haz y envés de las hojas.

En el envés de las hojas de la mancha, se observa un
conjunto de acérvulos de color negrusco en forma de una
boca de donde se liberan los conidios y estos son diseminados por
factores
abióticos y bióticos.

Figura 18. S: Manchas circulares ocasionadas
por Pestalotia sp. Ucayali, Perú 2005.

Figura 19. Pestalotia sp, Manchas de forma irregular.
Ucayali, Perú 2005.

Este genero forma conidios dentro de cuerpos fructificantes
conocidos con acérvulas (Ver figura 20), se desarrollan
debajo de la cutícula o epidermis del hospedero y que
irrumpen cuando los conidios maduran, estos conidios están
sobre conidióforos simples cortos dentro de las acervulas,
los conidios son multi-celular generalmente tres células.
Los conidios son elipsoide (balompie'-formado). Una
característica de diagnóstico es dos o más barba-como
los accesorios que se presentan en el extremo del conidio.

Figura 20. A:B. corte transversal de un acervulo de
Pestalotia sp. Se observa TX: tejido sano. Te: Tejido
enfermo Ucayali, Perú 2005.

4.3.3.TALLOS

A. Lasiodiplodia theobromae
(Pat.)Griffon & Maubl. (Botrydiploidia theobromae
Pat.) Muerte regresiva.

Identificación:

Reino : Mycetae

División : Eumycota

Subdivisión : Deuteromycotina.

Clase : Coelomycetes

Orden : Sphaeropsidales

Familia : Sphaeropsidaceae

Genero : Lasiodiplodia theobromae
(Pat.)Griffon & Maubl.(Botrydiploidia theobromae
Pat.)

El patógeno causante de este síntoma afecta
prácticamente a una gran cantidad de especies de árboles
frutales, a los que llega a invadir por un mal manejo
agronómico del cultivo (estrés
hídrico, deficiencias nutricionales), y por el descuido de
las labores de poda que se realiza durante la conducción
del cultivo, produciendo daños como la muerte
descendente de las ramas, que pueden incluso llagar a matar a la
planta. El rango de hospedantes es bastante amplio como palto,
mango, manzano, vid, rosal, etc. y así como en diferentes
áreas ecológicas. Los síntomas: Las
plantas afectadas presentan secamiento y necrosis de ramas
terminales en donde es posible observar muerte descendente a
sí como defoliación parcial y muerte del
árbol. Para el control de la
muerte descendente se considera la eliminación de la rama
mediante la labor "cirugía" y el uso de protector de
heridas. Las aspersiones de funguicidas cúpricos pueden
también reducir la severidad.

Las muestras de ramas secas que se trajeron de las
plantaciones se sometieron a cultivos in vitro donde el
hongo desarrollo colonias densas de color oscuro-grisáceo
y gris claro en el borde por su cara superior (ver figura 21)y
los micelios que se levantaban como columnas. No se
observó formación de esclerocios. La observación microscópica
reveló la presencia de conidios rectos,
cilíndricos, de extremos obtusos, hialinos (ver figura
22), Estas características morfológicas y de
crecimiento coinciden con las descritas en la literatura especializada
para la especie.

Figura 21. Lasiodiploidia theobromaes en PDA. A:
micelios de color oscuro en crecimiento terminal en PDA B:
micelio oscuro algodonoso en crecimiento inicial en PDA. Ucayali,
Perú 2005.

Figura 22. Conidios de Lasiodiplodia theobromae en
PDA. A.. Conidios aseptados sin pigmentación (flecha
recta), conidios uniseptados fuertemente pigmentados (flecha
curva) y conidios uniseptados con escasa pigmentación
(cabeza de flecha)). B. Conidios uni y biseptados. . C.
Conidios hialinos y aseptados (flecha recta) y conidios
uniseptados con un grado de pigmentación intermedio
(flecha curva) Ucayali, Perú 2005.

• FRUTOS.

A. Colletotrichum sp
(Antracnosis).

Identificación;

Subdivisión : Deuteromicotina.

Clase : Coelomycetes,

Orden : Melanconiales

Familia : Melanconiaceae.

Genero : Colletotrichum sp

Este género se caracteriza por presentar organismos
cosmopolitas y pocas veces tienen especificidad patogénica
en sus hospedantes. Presentan una gran variabilidad en caracteres
morfológicos de conidios y apresorios. Las enfermedades
que causan han sido descriptas en un sinnúmero de especies
cultivadas y espontáneas. Agrios 1995.
Síntomas; Esta enfermedad presenta síntomas
en los frutos en estado de
llenado y maduración. Los síntomas que se observan
son lesiones circulares de color marrón claro de 1
–2 cm2 de diámetro, hundidas (ver figura 23),
Internamente los frutos presentaron una pudrición y
frecuentemente es blanda. Luego esta va avanzando en la medida
que el patógeno continué la colonización de
nuevos tejidos, hasta las setas del hongo irrumpen a
través de la epidermis al formase los acérvulos en
estos se observa setas rígidas (Ver figura 24B),
numerosas, negras, y conidióforos simples, rectos,
hialinos, que cubren la superficie del estroma acervular en un
solo estrato. Los aislamientos in vitro (PDA)
Colletotrichum sp. forman colonias de un color verde
claro algodonoso, con un centro plomizo (ver figura 24A)

Figura 23. Colletotrichum sp. A: Lc:
Frutos con lesiones circulares. B:microfotografía del
daño de colletotrichum en el fruto (40X):st
acervulos Ucayali, Peru 2005.

Figura 24. A: Aislamiento in vitro de
Colletotrichum sp B:Microfotografía de las setas
de Colletotrichum sp. Ucayali, peru 2005.

• VI. Conclusión

Se concluye con:

• 1. La identificación de los siguientes
  hongos:

• a. Seis hongos parásitos: Colletotrichum
  sp, Marssonina sp. Curvularia sp., Pestalotia sp., Fusarium
  sp, Lasiodiplodia theobromae.

• b. Tres hongos no parásitos: Fumago sp,
  Capnodium sp. Dinemasporium sp.

• 2. El aislamiento in vitro de cuatro (4)
  hongos: Colletotrichum sp, Curvularia sp,
  Fusarium sp. y Lasiodiplodia theobromae.

• 3. La descripción de los síntomas y la
  caracterización del agente causal de cada uno de los
  hongos mencionados.

• 4. Se ha observado que en los ecosistemas aluviales
  hay mayor presencia de hongos en relación a los
  ecosistemas de altura, esto debido a la alta humedad que
  presenta los ecosistemas aluviales.

• 5. Dentro de estos seis hongos parásitos
  identificados, hay algunos que causan daños
  irreversibles a las plantas como en el caso de Fusarium
  sp que produce taponamiento de los vasos xilematicos
  interfiriendo a si el transporte de la savia y ocasionando
  marchites de la planta, y otros como Colletotrichum
  sp. Que ocasiona un daño directo al fruto que es
  lo que se comercializa, mientras en Iquitos este mismo hongo
  afecta a frutos y hojas en nuestra región no se ha
  reportado parasitando a hojas, o Marssonina sp que
  afecta a hojas y que reduce el área
  fotosintética y reduciendo a sí aparentemente
  los rendimientos.

• 6. Dentro de los hongos identificado el que afecta
  seriamente y mermando la producción es
  Colletotrichum sp., este a sido motivo para la
  realización de una tesis, para evaluar e momento de
  infección y los posibles controles. El daño que
  ocasiona este hongo como se ve en la fotografías,
  afecta al fruto, bajando la calidad del los mismo y aun peor
  genera un disminución sustancial en los rendimientos,
  se ha visto en lo sistemas aluviales que posiblemente este
  patógeno esté afectando en la caida del fruto
  prematuro durante las etapas de formación del fruto,
  que generalmente coinciden con la época de invierno
  enero y febrero para la Región de Ucayali.

• 7. Otro de los patógenos que se ha visto
  afectando seriamente ha sido Lasiodiplodia theobromae
  (muerte regresiva), en campos donde no hay un manejo
  adecuado de podas, este enfermedad esta ganando a los
  agricultores con las muertes de las plantas, mas un de los
  agricultores que practican la agricultura orgánica,
  que no pueden hacer usos de productos químicos.

• VII. Recomendación

• 1. Realizar investigaciones sobre
  epidemiología para determinar en que época del
  año hay mayor presencia de enfermedades y poder
  realizar los controles en el momento oportuno.

• 2. Hacer monitores de las principales enfermedades en
  los diferentes ecosistemas que se encuentran concentradas las
  poblaciones de este cultivo.

• 3. determinar el nivel de incidencia en los dos
  ecosistemas aluviales y de altura, de las enfermedades
  reportadas.

• VIII. Literatura consultada

• 1. AGRIOS, G. N. 1995. Fitopatología.
  Editorial Limusa, S.A. Balderas, Mexico.838 p.

• 2. Barnett H, Barry D. 1972. Ilustred Genera Of
  Imprefect Fungi. 3 ediccion.

• 3. Martín B. 2001. Ingeniero Técnico
  Forestal. D. G.A.-Unidad Sanidad Forestal.Zaragoza.
  www.bot.forst.tu-muenchen.de.

• 4. TCA. 1997. Cultivo de frutales amazónicos.
  Tratado de Cooperación Amazónica, Secretaria
  Protempore, Lima Perú, 307 pp.

• 5. CALZADA B. J. (1980). 143 Frutales nativos.
  Universidad Nacional Agraria La Molina. Facultad de
     Agronomía. 1era Edición. Edit
  "El Estudiante". Lima – Perú. 316 pp.

• 6. CHAVEZ W. (1993). Camu camu.. En: C.W. Clay &
  C.R. Clement. Selected species and strategies to enhance in
  come generation from amazonian forest. FO: Misc/93/6. Working
  Paper. FAO.Rome. P. pp. 139 – 146.

• 7. PICON C.; GONZALES J.; MENDOZA O. (1986). Avances
  y logros de la Investigación en frutales nativos de la
  Amazonía Peruana. Informe especial C1N1PA, Sector
  Agrario Vol. 1 N° 1. Iquitos – Perú.
        37 pp.

• 8. RIVA R. (1996). Tecnología del cultivo de
  camu camu en la Amazonía Peruana. INIA – EE –
  Pucallpa-Perú.

• 9. VILLACHICA H.; CARVALHO J.E.U. &. MULLER C.H.
  (1996). Frutales y hortalizas promisorias de la
  Amazonía. FAO – Tratado de Cooperación
  Amazónica. (En Prensa).

• 10. SÁNCHEZ, E. 2001. Fitopatología
  "Experiencias en la amazonía peruana". Ucayali,
  Perú. 214 Pp.

Autor:

Ing. Agrónomo. Wagner Gim Verde
Bedoya

Asesor:

Ing. Agronomo. Eiel Sanchez Marticorenam
(1)

(1) Profesor
Principal de Universidad Nacional de Ucayali -Peru