Alimento vivo en maricultura (página 2)

CULTIVO DE
MICROALGAS

Son llamadas microalgas a una gran cantidad de especies que
constituyen el fitoplancton que abarca desde organismos
autótrofos hasta microflagelados y microciliados
auxótrofos.

Su posición taxonómica ha sido de gran
polémica entre botánicos y zoólogos, como
ejemplo podemos mencionar el grupo de los
dinoflagelados, conocidos por unos como microalgas y por otros
como protozoarios.

Estas especies aportan un alto contenido nutricional para
peces,
crustáceos y moluscos, además de ofrecer
facilidades de manejo en sistemas de
cultivo tanto en laboratorio
como en producción a gran escala con fines
comerciales.

CONSIDERACIONES GENERALES DE LOS CULTIVOS DE
MICROALGAS

Muchos factores contribuyen para el desarrollo
óptimo de los cultivos de microalgas, algunos de
éstos afectan las características del
crecimiento.

Los recipientes de cultivo más comúnmente usados
son de materiales no
tóxicos como las cajas de Petri, matraces Erlenmeyer,
matraces Ferenback, carboys o garrafas, etc., adecuados para
cultivos de laboratorio. Para cultivos a gran escala los
recipientes de plástico,
madera y
concreto son
los más recomendables, incluyendo los estanques
rústicos en áreas rurales son los sistemas
más económicos.

En cultivos masivos la aereación es un factor muy
importante para la homogenización de los nutrientes y para
evitar la sedimentación de las microalgas. Las diatomeas
suelen acumularse en lugares donde el agua no se
mezcla, esto también depende de la forma del recipiente de
cultivo que cuando no es adecuado retarda el crecimiento.

Otro factor importante es la penetración de la luz en el
cultivo; en los cultivos masivos la profundidad es tan grande que
la intensidad de la luz incidente no es suficiente para la
fotosíntesis, hasta el fondo del tanque. En
los cultivos masivos a la intemperie la penetración de la
luz es más efectiva, pero se debe reducir la intensidad de
la luz fuerte, cubriendo estos estanques con una malla. En
cultivos a gran escala es recomendable la inyección de CO2
(0.5%) para contribuir al proceso
fotosintético.

Para muchas especies de Diatomeas la temperatura
óptima oscila entre los 15 y 20°C, pocas especies de
esta familia crecen a
más de 28°C, las clorofíceas pueden soportar
altas temperaturas; un ejemplo es el cultivo masivo a la
intemperie de Chlorella saccharophila, cuyas
temperaturas oscilan entre 12.5 – 30°C.

El crecimiento y la división celular son afectados por
la intensidad de la luz y el fotoperíodo (horas de
iluminación y obscuridad) en
relación también a la temperatura, por ejemplo en
Diatomees a 20°C y 1,000 lux se obtiene un crecimiento
favorable.

Estas especies se han utilizado en acuicultura marina dados su
valor
nutritivo y digestibilidad, además de su capacidad para
crecer en cultivos masivos. La duración del ciclo celular
como los requerimientos de temperatura son susceptibles de
variación mediante selección
de variedades.

En esta tabla se exponen los requerimientos principales de los
cultivos de microalgas y sus valores
aproximados. En cada caso habrá que estudiar los
requerimientos particulares de la especie y de la variedad que se
vaya a cultivar en las condiciones concretas de cultivo que se
van a utilizar, por lo que estos datos son
sólo orientación.

El fotoperíodo es un factor que regula la
división celular, en diatomeas la reproducción asexual (división)
ocurre durante el período de luz y éste es
acelerado bajo iluminación continua. En contraste las
especies formadoras de auxosporas (ésporas sexuales), dan
lugar a células
del mismo tamaño y esto ocurre en el período de
obscuridad. Por lo tanto, el período de iluminación
puede ajustarse de acuerdo a los objetivos del
cultivo: el fotoperíodo contínuo (horas de
iluminación prolongada) produce crecimientos
rápidos, un fotoperíodo con horas de luz y
oscuridad semejante al fotoperíodo solar mantiene un
crecimiento normal y saludable.

En la Tabla 5 se muestran las características de
algunas de las especies de microalgas unicelulares utilizadas en
acuacultura para la nutrición de moluscos
y crustáceos.

Además del control de los
parámetros antes mencionados es necesario considerar que
para el establecimiento de un sistema de
producción de alimento vivo es importante
el dominio de las
técnicas de aislamiento,
purificación y mantenimiento
de cepas, así como el
conocimiento de la fisiología, ciclo de vida,
bioquímica, etc. de las especies para
determinar su factibilidad de
cultivo y sobre todo su contenido nutricional para poder llevarse
a niveles masivos de producción. La Tabla 6 muestra algunos
de los principales requerimientos de los cultivos de
microalgas.

MEDIOS DE
CULTIVO

Se han desarrollado diferentes medios para el
cultivo de microalgas que van desde las fórmulas para
enriquecer el agua de mar
natural, hasta el uso de medios artificiales que permitan
resultados constantes en contraste con los resultados tan
variables que
brinda el uso del agua de mar natural que entre otros factores
depende del lugar donde se colecta ésta, y el tiempo de
almacenamiento de
la misma.

Los medios artificiales se usan principalmente para fines
experimentales, ya que como se ha mencionado, brinda resultados
constantes, aunque existen algunas especies que no crecen en
medios artificiales por factores desconocidos que afectan su
crecimiento, las principales fórmulas utilizadas van desde
el agua de Miguel, que data de 1910, desarrollada por
Allen-Nelson; el medio de End-Schereiber de 1934, hasta
fórmulas específicas para familias como la
fórmula del Laboratorio Haskins de Nueva York para
diatomeas, Provasoli et al., 1975; Matthiesen & Thorner,
1966; McIachlan, 1973; Guillard F., 1973; Droop, 1975, 1979;
Schoene, 1982, etc. Las principales formulaciones de los medios
de cultivo, tanto de mantenimiento de cepas como de
producción masiva (minerales,
enriquecidos y orgánicos).

El fitoplancton se desarrolla y multiplica en relación
de las condiciones fisicoquímicas del medio. En
términos generales son los macronutrientes o factores
limitantes del crecimiento el carbono,
Nitrógeno, Fósforo, Silicio, Magnesio, Potasio y
Calcio, que se requieren en cantidades relativamente grandes,
mientras que los llamados micronutrientes (Fierro, Manganeso,
Cobre, Zinc,
Sodio, Molibdeno, Cloro y Cobalto) se necesitan en menores
cantidades.

Existen otros medios que incluyen en su composición
sustancias orgánicas (vitaminas,
aminoácidos) necesarios para aquellas especies de
microalgas Auxótrofas, es decir que no sintetizan por
medio de la fotosíntesis este tipo de compuestos y
resultan factores que pueden limitar su crecimiento; tal es el
caso de Platimonas, Chrysophytas y algunas Bacillariophyceas.

TABLA 7. MEDIO DE GUILLARD &
RHYTER

A. SOLUCIONES
NUTRIENTES

• Disolver 0.08 gr de clorhidrato de Cobalto CoCl2.6H2O y
  0.8 gr de Sulfato de Cobre CuSO4.5H2O; en 100 ml de H2O
  destilada.

• Añadir 1 ml de solución A.1. a
  aproximadamente 800 ml de H2O destilada, que previamente se
  le ha adicionado:

• Añadir 1.2 gr de Etilenodiaminotetracetato
  Disódico (EDTA) diluído a cerca de 900 ml de
  H2O destilada.

• Ajustar el pH de la solución con Hidróxido
  de Sodio IN-Na(OH), hasta 7.5.

• Evitar la formación de precipitado, el cual puede
  elevar la adición de mucho alcali.

• Añadir 10 gr de Nitrato Potásico KNO3 y 1.4
  gr de Fosfato Dihidratado de Potasio KH2PO4.

• Diluir la solución a 1 litro y en autoclave a menos
  de 15 libras de presión por 15 minutos.

• Guardar la solución en botellas de vidrio en la
  obscuridad.

B. SILICATO DE SODIO

• Disolver 10.5 gr de Metasilicato Pentahidratado de Sodio
  Na2SiO3.5H2O ó 14 gr de Na2SiO3.9H2O en 1 litro de
  agua destilada.

• Esterilizar la solución por filtración a
  través de un filtro de vidrio.

• Guardarla en un envase de polipropileno esterilizado.

C. ACIDO HIDROCLORHIDRICO

• Preparar una solución 0.1N-HCL.

• Determinar por titulación la cantidad
  de esta solución necesaria para neutralizar 10 ml de
  la solución B.2-Si × ml de 0.IN-HCL han sido
  utilizadas para neutralizar 10 ml de solución B.2,
  multiplicar por 100 y esta cantidad llevarla a 1 litro de H2O
  destilada.

• Esterilizar la solución ácida
  por filtración a través de un filtro de
  vidrio.

• Guardarlo en una botella de polipropileno
  esterilizado.

D. SOLUCION DE VITAMINA

• Disolver 10 mg de Tiamina hidroclórica
  y 10 mg de Biotina en 100 ml de H2O destilada.

• Diluir 10 ml de solución D.1 en 100 ml
  de H2O destilada.

• Esterilizar solución D.2
  pasándola a través de un filtro de vidrio.

• Guardarla en porciones de 10 ml en tubos
  estériles de tapa enroscada a menos de 20°C.

Solución Primaria de Metales
Traza

A. Con "Secuestrante Férrico" (Cloruro
Férrico):

Disolver 5 gr del Secuestrante Férrico en
900 ml de agua destilada y añadir 1 ml de cada una de las
soluciones primarias de metales traza preparados anteriormente;
aforar a un litro y asegurar que el pH quede cerca
de 4.5. Use 1 ml de esta solución por cada litro de agua
de mar para hacer el medio de cultivo. Agua de mar filtrada
(5µ, 10µ, etc.) y de ser posible irradiada con
UV.

B. Con EDTA y Cloruro Férrico
(FeCl.6H2O)

Disuelva 3.15 g de FeCl.6H2O ó 4.36 de
EDTA (Na2) en 900 ml de agua destilada, agregue 1 ml de cada una
de las soluciones stock primarias de metales traza y afore a 1
litro, asegure un pH de 2.0.

Use 1 ml de esta solución por litro de
agua de mar para preparar el medio "f/2".

Solución Primaria de Vitaminas

• Solución Primaria de Biotina: Se
  prepara a partir de cristales de Bl, disolver 10 mg de
  biotina en 96 ml de agua destilada. Haga esta solución
  ligeramente ácida para ser autoclavada y
  manténgase en un congelador.

• Solución de Bitamina B12: A partir de
  Cyanocobalamina U.S. de 1000 mg/ ml solución
  inyectable. Tomar 1 ml y aforarlo en 100 ml de agua
  destilada. La solución se acidifica para ser
  autoclavada y se congela.

Solución Primaria de Vitaminas

• Tomar 1 m de la solución primaria de
  Biotina y 0.1 ml de la solución stock primaria de B12,
  aforar a 100 ml con agua destilada y añadir 20 mg de
  Tiamina HCl.

Se pueden preparar ampolletas de 2, 5 ó 10
ml y almacenarlas estériles (acidificas) en el
congelador.

Use ½ ml de esta solución por cada
litro de agua de mar para preparar el medio "f/2".

Preparación del Buffer "Tris"

Tome 50 g de "Tris" y disuélvase en 200 ml
de agua destilada y ajuste el pH a 7.2 en HCL. Use de 1 a 5 ml
por litro de medio antes de la autoclave, ajustando el pH a 7.4
(recomendado usar 1 ml por litro cuando el pH del medio es
7.9–8.2).

Para la producción de microalgas a nivel comercial se
usa el agua de mar enriquecida con fertilizantes agrícolas
(Urea, Fosfato triple, Nitrato de Amonio, etc.) (Chu, 1942, y
Tamiya, 1957; SISFFAA, 1964a) y tradicionalmente la
fertilización de estanques con abonos orgánicos, en
cultivos de especies herbívoras como las carpas.

TECNICAS DE
AISLAMIENTO Y PURIFICACION

Muchos métodos se
han desarrollado para obtener cultivos monoespecíficos (de
una sola especie) y axénicos (libres de contaminantes). A
continuación se brinda una breve descripción de algunos de los principales
métodos que se utilizan para aislar y purificar
microalgas. (Fig. 1).

1) Aislamiento

• Pipeteo capilar: Se utiliza para separar
  microalgas mayores de 10µ, mediante una pipeta
  construida con un tubo capilar, a través del
  microscopio óptico se "pesca" las células y se
  separan en pequeñas gotas de nutrientes colocados
  alrededor de una Caja de Petri o en portaobjetos
  escabados.

• Rayado de Placas de Agar: Se transfieren
  pequeñas gotas de plancton con un asa de siembra,
  extendiendo por estrías (rompiendo un poco el agar).
  Este agar se prepara con una solución nutritiva para
  microalgas y con una relación de 1–1.5% w/v de
  agar disuelto en el medio nutritivo, se incuba la placa bajo
  iluminación a 18–20°. De este primer
  crecimiento se transfiere a tubos con agar inclinado
  sembrando por estrías o bien, se transfiere a medios
  líquidos en subcultivos sucesivos para su
  purificación, de tal manera que en cada
  dilución se reduzca el número de organismos en
  una gota, es recomendable combinar la técnica de
  diluciones con la de transferencia en placa de agar o tubo
  inclinado para obtenr cultivos clonales (de una sola colonia
  o célula) y poder establecer el cultivo
  monoespecífico. Después de 10 días,
  pequeñas colonias aparecen sobre la superficie del
  agar, que se pueden transferir mediante el Método de
  Hocking o de la micropipeta a medios líquidos.

2) Purificación

Como ya se mencionó al describir las técnicas de
aislamiento, estas mismas nos permiten purificar el cultivo a
través de las resiembras clonales sucesivas, pero
además es recomendable entre otros métodos el uso
de antibióticos para eliminar otros microorganismos,
generalmente de tipo bacteriano que esté contaminando el
cultivo de microalgas de nuestro interés.

3) Control Bacteriológico

Para determinar el desarrollo
bacteriológico realizamos lo siguiente:

Fig. 1 Método de
filtración a través de una columna empacada con
algodón.

Fig. 2 Aislamiento y purificación de
microalgas por el método de diluciones sucesivas y
subcultivos repetidos.

Fig. 3 Método de aislamiento y
purificación de microalgas en placa de agar.

Fig. 4 Aislamiento mediante micropipeta y el
uso de microscopio.

Una vez preparado colocar en Cajas de Petri, una capa no muy
gruesa. Someter a esterilización a 15 lbrs. de presión y
125°C. Con una asa de Platino picar el agar con la muestra
que se desea analizar y colocar a la luz y observando si hay
crecimiento
bacteriano.

2. Si el cultivo presentara bacterias es
aconsejable someter a la acción
combinada de diferentes tipos de penicilina, por ejemplo:

Filtrar en equipo estéril, adicionar
volúmenes de 3.0, 2.0, 1.0, 0.5 y 0.25 que dan
concentraciones de:

Ejemplo:

DETERMINACION DE LA
DENSIDAD DE POBLACION DE LAS MICROALGAS

Cuando el plancton es utilizado para alimentar
larvas u organismos filtroalimentadores como los moluscos, el
suministro constante y la concentración de estos alimentos son
factores que determinan la supervivencia y desarrollo de los
organismos en cultivo. A continuación se hace una
descripción breve de los métodos que se utilizan
para determinar el número de células presentes en
una muestra de plancton.

1) Hematocitómetro o Cámara de
Neubaver (Fig. 5)

Mediante una pipeta Pasteur se toma una muestra
de plancton y se desliza en la cámara que previamente
tiene adherido el cubreobjetos, se deja pasar 5~10 minutos para
que la muestra se estabilice; se procede a contar mediante un
contador de mano, en algunos casos es necesario diluir la muestra
cuando la densidad es alta
y también fijada cuando el plancton es móvil,
siguiendo los siguientes pasos:

• Se toma un milímetro de la
  muestra.

• Se añade un mililitro de agua de mar
  filtrada ya preparada con formaldehido todo al 4%.

• Se deja reposar por tres minutos.

• La muestra se homogeniza con una Pipeta
  Pasteur.

• Se cuentan las células de cada una de
  las cámaras.

Una vez que se tiene el promedio de
células de las cámaras, el cálculo
total de células por mililitro se lleva a cabo de la
siguiente manera:

Fig. 5 Conteo celular en
homatocímetro.

Fig. 6 Cuadrantes de la cámara de
conteo.

• Primero calcule el factor de
  dilución

m = Muestra problema (ml)

f = Agua de mar con formaldehido

• Se requiere también la profundidad del
  hematocímetro, la cual está incluida en el
  mismo en la parte inferior derecha.

P.H. = Profundidad del Hematocímetro

• Todo el cálculo se multiplica por 1,000 para
  convertir a mililitros.

• Se requiere el número promedio de células de
  la muestra problema.

N.P. = Número promedio de células por ml

Con todos los incisos anteriores se realiza el cálculo
de número de células de la muestra problema por ml
y la fórmula queda así:

No. de Células = (F.D.) (P.H.) (1,000) (N.P.)

2) Densidad Optica

Mediante un espectrofotómetro se determina la
concentración celular de la muestra por densidad óptica
(calibrando con anterioridad el aparato, siguiendo las
instrucciones del manual
correspondiente), se determina la transmitancia (Nm), que se
extrapola con la recta patrón antes determinada que
corresponda a la especie problema (se construye graficando
transmitancia vs. num. de células/ml). Así en la
intersección de la recta conociendo la
concentración (Nm) se puede calcular la cantidad de
microalgas de la muestra problema. Por otro lado, conociendo la
ecuación de la recta de cada gráfica, según
la especie, se determina directamente la concentración de
células de la muestra sustituyendo el valor dé la
transmitancia en esta ecuación.

3) Volumen
Celular

Por centrifugación, se obtiene "un paquete o pastilla
celular" que desechando el sobrenadante, puede ser pesado y
determinado en unidades de peso W/v, la cantidad de
células o biomasa de la muestra problema en peso
húmedo o peso seco.

4) Composición Química

En algunos estudios se puede determinar la
concentración de clorofila A,B y otros pigmentos presentes
en la muestra. Debe considerarse que la composición
química
del fitoplancton varía de acuerdo al tipo de cultivo
usado, medio nutritivo y otros factores por lo que es necesario
realizar el estudio de la composición química
(análisis proximal) de la especie de estudio
en relación al tipo de cultivo desarrollado.

METODOS DE
ESTERILIZACION

Existen diferentes métodos para lograr las mejores
condiciones de desarrollo de las microalgas, libres de
microorganismos contaminantes, tanto del aire como del
agua. A continuación se describen brevemente los
métodos más comunes de esterilización que
varían en los resultados de eficiencia,
costos y tiempo
invertido.

1) Esterilización Química

Uno de los métodos más comunes dentro de este
tipo de esterilización, es el uso del Hipoclorito de Sodio
(Cloro comercial), resulta ser de bajo costo y brinda
buenos resultados para desinfectar recipientes de cultivo,
material de cristalería y además podemos
esterilizar el agua de mar con la que preparamos el medio de
cultivo, utilizando 50 mg de Tiosulfato de Sodio por cada 1 ml de
Hipoclorito de Sodio usado; es decir, se utiliza 416 ml de Cloro
comercial (6%) y se afora ésta a 1,000 ml (mantenga esta
solución en la oscuridad); de esta solución agregue
0.25 ml por litro de agua, deje reposar por 12 h y añada
0.1 ml de una solución de Tiosulfato (ésta se
prepara con 248.1 gr de Tiosulfato, Na2S2O3.5H2O aforado a 1,000
ml), y posteriormente introduzca aireación al recipiente
de cultivo (carboy o garrafón) y déjelo así
por una hora. Una vez esterilizado de esta manera, agregue los
nutrientes y vitaminas previamente esterilizados.

Esterilización con Formol

Se recomienda su uso en los casos en que exista una contaminación en las instalaciones o
laboratorio por hongos y otros
microorganismos. Se utiliza una concentración de 0.1% al
10% (no se utilice para material de cristalería o
recipiente de cultivo).

Solución de Alcohol
Etílico al 70%

Se recomienda para material de cristal (pipeta, cajas de
Petri, tubos de ensayo, etc.).
Se pueden utilizar otro tipo de alcoholes
(Isopropanol, o Propanol e incluso el Fenol, pero éste
último es muy tóxico).

2) Esterilización Física

Esterilización por Calor
Húmedo

Utilizando difusores de vapor a una temperatura de
100~110°C, se recomienda para estanques y tuberías de
agua y de aire, destruye microorganismos vivos e incluso destruye
esporas. Se recomienda utilizarlo por tres días
consecutivos. Este método recibe el nombre de
Tindarización.

Autoclave

Se recomienda para la esterilización de medios de
cultivo, vitaminas, material de cristal. Tiene la desventaja del
tiempo que se invierte y el volumen que se puede esterilizar.

Filtración

Se utiliza para separar partículas orgánicas o
microorganismos en los medios de cultivo o instalaciones del
sistema de aireación. Existen diferentes tipos de los que
podemos mencionar: filtros milipore (membranas, vidrio, celulosa,
etc.), filtros de fibra (algodón, vidrio, materiales
sintéticos), filtros de tierra de
diatomeas, geles de acrilamida (esferas de diferentes
tamaños en micras), empaques de algodón y
carbón activado, y finalmente existen unidades comerciales
de esterilización con cartuchos sintéticos
(0.45µ, 3µ, 5µ, 20µ) etc.

Esterilización por U.V.

Los efectos de la irradiación ultravioleta son
bacteriostáticos y fungiostáticos en longitudes de
onda menores de 500 NM (Jerlov, 1970). Se recomienda para estos
fines las longitudes de onda de 240 a 280 NM las máximas
eficiencias se obtienen cerca de los 254 NM (Kinne, 1976). Los
rayos ultravioleta desinfectan el agua. El dato más
importante y preciso sobre un tratamiento con rayos U.V. es la
dosis de U.V. (normalmente expresada en µW seg/cm2)
requerida para matar a un determinado porcentaje de la población de organismos contaminantes. Un
antecedente importante son las experiencias reportadas sobre la
utilización de unidades de U.V. para desinfectar criaderos
de peces y ostiones, cultivos de microalgas, agua de mar
almacenada.

3) Criterios de Eficiencia para la Selección y
Utilización de los Métodos de Esterilización
Mencionados

• Método Indirecto: Se analiza el estado de salud y
  las tasas de supervivencia de los organismos en cultivo.

• Método Directo: Se calcula el porcentaje de
  reducción de microorganismos, analizando el
  número de éstos presentes en muestras no
  tratadas y el número de los mismos presentes en
  muestras obtenidas después de la aplicación del
  tratamiento de esterilización seleccionado. Esto se
  puede determinar mediante análisis
  bacteriológicos (método standard en placa de
  agar); cuantificando el número de colonias presentes
  en la caja después de haber inoculado 1 ml de cada
  muestra por un período de revisión de 24 h, 48
  h, 96 h. Para muestras de agua marina se recomienda el Medio
  de Zobell que selecciona el crecimiento de bacterias marinas;
  para Coliformes totales se recomienda el Medio McConkey,
  entre otros. En las Figs. 3 y 4 se muestran resultados de
  diferentes métodos de esterilización.

EQUIPO E INSTALACIONES

• Sala o Laboratorio de Cultivo: Se recomienda para fines de
  mantenimiento de cepas, transferencias sucesivas de cultivos,
  crecimiento de cultivos en pequeños y medianos
  volúmenes. Generalmente para fines de
  investigación las siguientes
  características:

• Laboratorio con temperatura controlada
  18–20°C.

• Paredes y pisos de azulejo en color blanco.

• Instalaciones para el cepario y cultivo intermedios con
  lámparas de luz blanca fría fluorescente
  (20W–37W).

• Instalaciones tipo invernadero (ventanas de cristal o
  plástico con temperatura controlada).

• Cuarto de Siembra: Puede instalarse dentro del mismo
  laboratorio una cabina con campana de flujo laminar o bien
  una simple mesa de laboratorio con instalación de gas
  para dos mecheros para la inoculación en condiciones
  asépticas.

• Sala de Producción: Para volúmenes de 200 l
  o más, se requieren recipientes de materiales
  plásticos no tóxicos y de preferencia
  transparentes para el desarrollo a nivel masivo de las
  diferentes especies del plancton. En este tipo de
  instalación es recomendable el uso de la luz solar,
  pues el uso de la luz artificial es de muy alto costo y se
  requiere además, de equipo para mantener la
  temperatura a 18–20°C. En zonas de clima templado
  para cultivos masivos se pueden desarrollar éstos a la
  intemperie, cubriendo los recipientes en caso de lluvia..

TIPOS DE
CULTIVO

• Cultivo Estático

Desarrollo del cultivo hasta fase de crecimiento exponencial y
la utilización del volumen total del mismo. Generalmente
el uso de estos cultivos es para fines de bioensayo o bien para
transferencia a volúmenes mayores.

• Cultivo Continuo

Un cultivo continuo es un sistema de flujo en el cual las
células individuales están suspendidas en un
volumen constante en un estado de
equilibrio
dinámico, establecido por una remoción de cultivo y
adición de medio nutritivo por unidad de tiempo con
tendencia al infinito. Se habla de una diferencia entre un
cultivo semicontínuo y un cultivo continuo. Al parecer
esto es incorrecto, ya que la diferencia estriba en el
número de períodos de remoción del cultivo y
adición del medio nutritivo y en los sistemas continuos
este período de remoción y adición es
generalmente automático en aparatos llamados turbidostatos
y Quimiostatos.

Cuando se requiere de grandes cantidades de células a
intervalos frecuentes para alimentar especies en cultivo (peces,
crustáceos, moluscos), los cultivos semicontínuos o
continuos proveen un gran número con mayor consistencia en
forma uniforme y constante. En estos cultivos es importante
determinar la concentración óptima de los
nutrientes por unidad de tiempo en relación a la tasa de
dilución o cosecha del cultivo. Cuando se establece el
estadio de equilibrio del sistema, la producción es
máxima.

• Cultivo Masivo

Se considera cultivo masivo a aquellos que se utilizan como
alimento vivo de peces crustáceos y moluscos y cuya
producción es a gran escala en tanques u otros recipientes
de volumen no controlado.

Existen muchas alternativas para la producción de
microalgas en cultivo masivo, desde la utilización de
tanques de plástico, madera, concreto hasta los estanques
rústicos, así como la utilización de
fertilizantes minerales de tipo agrícola hasta una gran
variedad de excretas de ganado como fuentes de
nutrientes.

En relación a la utilización de luz artificial o
natural, ésta dependerá del tipo de infraestructura
con que se cuente.

El control de la temperatura será necesario en
relación del tipo de microalga en cultivo y de la
región climática en donde se establezca el
mismo.

Fig. 7) Secuencia de cultivo en sistema estático.
Cuando se ha alcanzado una densidad óptima de
células, se utiliza todo el cultivo como inóculo de
la siguiente fase.

CULTIVO DE
ROTIFFROS

En el phylum rotífera se encuentran especies muy
importantes objeto de estudio de Zoólogos y
Ecólogos, pues son organismos muy activos
considerados depredadores en el mundo del plancton pues consumen
altas concentraciones de microorganismos, tienen una alta tasa de
reproducción y su afloramiento abate rápidamente la
concentración de oxígeno
en el medio. Es por ello que su localización en los
ambientes acuáticos permite indicar la presencia de
materia
orgánica (medios eutróficos) por lo que revisten
gran interés en estudios de Ecología y
contaminación.

En la década de los 60's empezaron a considerarse
seriamente como una alternativa de alimentación en
Acuacultura por sus características de desarrollo,
facilidad de cultivo y aporte nutricional.

Una de las especies seleccionadas para su uso en Maricultura
es Brachionus plicatilis del que presentamos sus
alternativas de producción en cultivo en los siguientes
incisos.

CONSIDERACIONES CENERALES SOBRE LOS CULTIVOS DE
ROTTFEROS

Brachionus plicatlis es miembro de la Familia
Brachionidae. El ciclo de vida de este organismo involucra una
alternancia en la reproducción sexual y asexual. Este
organismo ha sido tema de polémica sobre su
sistemática, ya que los datos aportados en cuanto a talla
y forma concluyen que esta especie en relación al hábitat
es variable, ya que soporta amplios rangos paramétricos y
está ampliamente distribuida, y esta distribución se debe a la alta longevidad y
resistencia de
huevos latentes. Los rangos de salinidad que soporta van desde 1
a 97 ppm con el límite extremo de 200 ppm. El agua de mar
es el medio óptimo de este organismo. Es también
importante mencionar que en dilución rápida del
agua de mar se obtiene un incremento en el número de
hembras y producción de huevos. El número de huevos
producidos por hembra, es un indicador de las condiciones
óptimas del medio. Su amplia distribución indica
que es una especie Euriterma (5~20°C). La Figura 8 describe
la anatomía
de B. plicatilis.

B. plicatilis es una especie que no selecciona su
alimento (polífago), es un filtro-alimentador, se puede
alimentar de microalgas: Cianoficeas, Chloroficeas, Pheoficeas,
etc., bacterias y levaduras. En su dieta no se incluye las
Familias Cryptomonas y Chrysophytas. Otros trabajos demuestran
que sólo pueden ingerir partículas de
12–15µ en tamaño. Existen diferentes trabajos
que reportan tasas de ingestión de: 0.14µ 1/min de
Chlamidomonas, 0.034 1/min de Olisthodiscus,
0.1 1/min de Chlorella, 0.025µ 1/min de
Dunaliellas.

CULTIVO MASIVO Y CALIDAD
NUTRICIONAL

La producción masiva del rotífero Brachionus
plicatilis se inició en Japón
alrededor de los años 60's. Estos se cultivaron
inicialmente transfiriéndolos de un estanque a otro de
Chlorella con una densidad de 10 a 20 × 106
c/ml.Por lo impráctico de la técnica se
iniciaron una serie de investigaciones
tratando de encontrar el método adecuado para la
producción continua de rotíferos, sin depender de
los cultivos masivos de Chlorella y otras microalgas;
una de éstas propuso el uso de la levadura de pan
(Saccharomyces cerevisiae) como alimento. Se
pensó que ésta resolvería la
producción de rotíferos, pues esta técnica
permite obtener densidades muy altas de más de 100
rotíferos/ml, después de la publicación de
estos resultados, otros investigadores se interesaron en estudiar
la composición química de los rotíferos
alimentados con diferentes microalgas y levaduras.

FIG. 8 Anatomía de Brachionus
plicatilis.

TABLA 9. COMPOSICION DE AMINOACIDOS EN
Brachionusplicatilis, CULTIVADO CON DIFERENTES MICROALGASY
LEVADURAS (g/100 g PROTEINA CRUDA)

TECNICAS ALTERNATIVAS DE PRODUCCION
MASIVA

Para el cultivo de B. plicatilis en condiciones
óptimas se recomienda la utilización de agua de mar
(32~35%), la temperatura óptima de 25°C, y en cuanto a
la selección del mejor método de cultivo masivo a
continuación se describen esquemáticamente, algunos
ejemplos de sistemas de cultivo desarrollados por diferentes
autores para la producción masiva de rotíferos.

El primer sistema utilizado fue el llamado método de
estanque de transferencia en cultivos sucesivos de
Chlorella (Figura 9).

Posteriormente la producción de B. plicatilis
con levadura de pan (Figura 10) sustituye la transferencia
sucesiva por tanques de recirculación, mejorando el tanque
con grava en el fondo y colocando un ascensor de aire en el
centro.

La Figura 9 muestra un cultivo
sistemático, alternando la dieta de Chlorella y
levadura llamado "thinning out method". Este método es el
de mayor uso en cultivos masivos pues reporta una alta
producción de rotíferos (300 R/ml).

Y finalmente el método desarrollado por,
llamado "sistema de retroalimentación", semejando un ecosistema con
la participación de bacterias pseudomonas
(producción de nutrientes por biodegradación) para
Chlorella y ésta como alimento de
rotíferos, los desechos de éstos hacia un
biodepósito, etc. Las tasas de conversión de
alimento de este tipo de sistemas diariamente se incrementan. Se
puede concluir que los sistemas de retroalimentación
tienen dos ventajas al mismo tiempo: la purificación del
agua y la minimización de pérdida de energía
a través de la alimentación.

IMPORTANCIA DEL CULTIVO DE Brachionus
plicatilis

Las principales ventajas que ofrece el cultivo de
Brachionus plicatilis son: rangos amplios de T° y
S%, y diferentes alternativas prácticas de cultivo masivo,
su pequeño tamaño (100–300µ), lo que
permite a las lavas de peces y crustáceos ingerirlos
cuando todavía no pueden ingerir nauplios de artemia, su
fácil y barata alimentación con diferentes especies
de fitoplancton, levaduras y dietas
artificiales. Su alta velocidad de
reproducción bajo condiciones óptimas de cultivo,
pudiendo duplicarse la población en menos de 24 horas, lo
que permite obtener altas densidades.

En cuanto a su contenido nutricional, como ya se
mencionó anteriormente B. plicatilis ofrece la
gran ventaja de incrementar su contenido nutricional en
relación de su dieta y cuyos resultados en relación
a contenido de ácidos
grasos esenciales.

Para el buen manejo de la población de rotíferos
en cultivo, es recomendable el uso de ecuaciones
sencillas como las que se muestran en la Tabla 10, que nos
permiten conocer la concentración adecuada de alimento y
la tasa de reproducción y fecundidad, factores que nos
indican el buen desarrollo del cultivo, que si son bien
controlados nos permitirán el establecimiento de cultivos
continuos y densos para su uso como alimento vivo.

FIG. 9 Esquema del sistema de cultivo en tanque de
recirculación: A) Bomba de aire; B) Rotíferos en el
medio; C) Tubo de vinil (25 cm de diámetro); D) Filtro de
recirculación; E) Tina de policarbonato (Pan-light),
cubierta de fibra de vidrio.

FIG. 10 Técnica de cultivo desarrollada por la
asociación The Seto Inland Farming Fisheries Association
(SISSFFA) y la Estación de Maricultura de Nagasaki. Este
método es el más comúnmente utilizado y es
llamado "Thinning out method".

CULTIVO DE Artemia
salina

CONSIDERACIONES GENERALES

La Artemia salina es un crustáceo que en
estado adulto mide entre 17–18 mm, posee un par de
apéndices prensiles, ojos pedunculados, 17 pares de
apéndices, una furca (rameada o bifurcada). La hembra
adulta posee un ovisaco en el que incuba de 10 a 30 huevecillos
generalmente y en condiciones óptimas hasta 70
huevecillos. Algunos autores reportan de 50–200,
según la especie (Figura 11). Presenta un ciclo de vida
sexual y asexual. Existen especies bisexuales y especies
patenogenéticas en ambas.

Pueden presentarse dos alternativas de desarrollo del huevo:
uno es el desarrollo de larvas (prenauplio, nauplio) o bien que
en condiciones adversas se presente el fenómeno de
"Criptobiosis", en el cual se producen los quistes. Este
fenómeno se debe a que la gástrula permanece en
este estado en períodos de desecación ambiental;
esta gástrula enquistada en condiciones favorables se
hidrata y continúa su desarrollo hasta eclosionar el
nauplio (Figura 12).

Esta capacidad de la Artemia de la formación
de huevos resistentes es lo que la ha hecho ser uno de los
recursos de
alimentación en Acuacultura más importantes, pues
los quistes pueden conservar su variabilidad durante varios
años hasta que se dan las condiciones necesarias para la
eclosión.

Áreas de Distribución

A finales de los 60's la demanda de
quistes de Artemia era insuficiente, por lo que se
encareció. Debido a esta gran demanda se incrementaron las
investigaciones sobre este organismo, principalmente por el
Reference Center de la Universidad de
Ghent, Bélgica, en colaboración con laboratorios de
Estados Unidos
e Inglaterra,
explorándose varias zonas naturales de producción
de Artemia en Europa, Asia, América
y Australia.

Aunque su distribución es cosmopolita, la mayor
abundancia ocurre en zonas tropicales y subtropicales. Existen
dos categorías generales en cuanto a salinidad se refiere
de las zonas de producción natural de Artemia:
Thalasso-halino donde la mayor concentración de sales son
de NaCl (menor número de localidades). Athalasso-halino
con sales de Sulfatos, Carbonatos y Sales de Potasio (mayor
número de localidades). Estas categorías son
importantes, pues determinan las diferentes especies de
Artemia.

OBTENCION Y CONSERVACION DE QUISTES

Existen cinco etapas fundamentales para la preparación
de quistes que son: colecta en zonas naturales o en cultivos
intensivos, filtrado, lavado, secado, envasado y almacenado. En
zonas naturales (salinas, lagos, zonas estuarinas), los quistes
se acumulan en las orillas mezclándose con arena, lo que
permite variaciones del nivel del agua y éstos
están sometidos a deshidratación e
hidratación, lo que disminuye su viabilidad, por lo que al
colectarlos deben de ser pasados por tamices, lavarse
alternativamente con agua de mar y agua dulce, incluso se
recomienda su centrifugación para eliminar la mayor parte
de quistes no viables, y su secado por varios métodos,
entre ellos corrientes de aire. Existen muchos métodos
para la obtención de quistes y técnicas de
descapsulación reportadas por la bibliografía, ya que A.
salina es objeto de estudios muy intensos.

FIG. 11 Artemia salina: A) Hembra, B)
Cabeza de macho, C) Cabeza de hembra, 1. Ojo nauplio, 2.
antenuelas, 3. antena, 4. apéndice toráxico, 5.
saco ovigero, 6. segmento abdominal, 7. furca, 8. ojo
pedunculado.

FIG. 12 Estados nauplio de Artemia
salina.

TABLA 11. TECNICAS PARA DESCAPSULAR QUISTES
DEArtemia salina (P. SORGELLOS, 1982)

• Hidratar el huevo de artemia una hora con
  aereación.

• Cerrar el aire de la incubadora y dejar reposar unos
  minutos. Los huevos que sedimenten sacarlos con un tamiz y
  los que floten desecharlos.

• Pasar la artemia a la solución descapsulante de
  siete a diez minutos como máximo. Evitar que suba la
  temperatura a más de 35°C (al terminar se ve el
  quiste de color anaranjado y transparente al
  microscopio).

• Regresar los huevos al tamiz y lavarlos con agua de la
  llave hasta que pierdan el olor a cloro (unos diez
  minutos).

• Lavar los quistes con HCl .1 normal (18 ~ 20
  segundos).

• Regresar la artemia al tamiz y lavarla con agua de la
  llave unos cinco minutos.

• Pasar los huevos a la incubadora con agua de mar y esperar
  la eclosión en 24 horas.

OBTENCION DE LA SOLUCION DESCAPSULANTE

La solución descapsulante está formada con agua
marina, Hidróxido de Sodio e Hipoclorito de Sodio.

• Volumen de solución descapsulante14 ml
  por gramo de quiste (71.88 ml)

• Cantidad de Hipoclorito de sodio

• A = .5 por gramo de quisteB = 3000 por
  índice de refracción del Hipoclorito – 4003

• Cantidad de agua de marEs igual a la
  diferencia que hay entre el volumen de la solución
  descapsulante menos la porción del Hipoclorito de
  Sodio.

• Cantidad de Hidróxido de Sodio 0.15 g
  por g de quiste (1.5 g/10 g)

• Producción de Quistes

Es importante mencionar que a salinidades bajas (100 g/l),
existe alta reproducción. Este dato debe considerarse,
pues permite un reclutamiento
continuo, pudiendo partir de una pequeña población,
se puede obtener en pocas semanas producciones altas. A
salinidades muy altas no hay reclutamiento, se genera la
producción de quistes, acompañada de la muerte de
los adultos.

La producción de quistes no sólo se desencadena
por altas salinidades, sino por alta temperatura y
desecación, niveles tóxicos de iones (K, Ca,
etc.).

La Artemia es un organismo osmoregulador, por lo que dentro de
su cuerpo la salinidad es baja y deshecha constantemente
sales.

• Producción Comercial

Los mayores productores a nivel mundial de quistes de Artemia
son: Estados Unidos, URSS y Bulgaria..

Es sumamente difícil establecer un programa simple
para controlar la producción y cosecha de Artemia
en zonas naturales, por todos los factores antes mencionados por
lo que se recomienda: 1) Un monitoreo periódico
de las poblaciones en estudio. 2) Caracterizar su ciclo de vida a
través del año (número de organismos
adultos, nauplios, quistes). 3) Lo anterior permitirá
conocer la concentración de alimento adecuado y el tiempo
idóneo para fertilizar y el establecimiento de la
cosecha.

En las salinas, la introducción del cultivo de
Artemia contribuye a la precipitación de la sal,
ya que la Artemia controla la población de algas
disminuyendo la viscosidad.

Al introducir Artemia, se contribuye a obtener mayor
pureza de la sal por otros compuestos o partículas.

CULTIVO DE ARTEMIA

Parámetros Ambientales

• Temperatura: En relación a la temperatura, el
  límite inferior es de 6°C y el límite
  superior de 37°C. Después de este rango hay alta
  mortalidad.

• Composición Química: La composición
  química del medio debe de tener iones de Na, K, Mg en
  proporciones adecuadas. La relación Na: P y Cl:SC4 es
  muy importante. Cabe mencionar que se han transferido
  especies de medios con sales de Carbonatos a medios con sales
  de Sulfatos, y se ha reportado que pueden adaptarse a ellos,
  observándose cambios de interés en la cepa
  adaptada diferente a la cepa original.

• pH: En relación al pH, se considera adecuado el
  rango de 8.0 a 10.0.

• Oxígeno: El rango de O2 es amplio desde 1.0 mg/l
  hasta saturación de O2.

Alimentación

Se han encontrado en análisis del contenido del tubo
digestivo desde algas y detritus hasta granos de arena, lo que
demuestra que es un organismo filtrador no selectivo, por lo que
puede ingerir materiales contaminados. Ingiere partículas
de 1.2 a 50 µ. Sólo se alimenta de
partículas, no de alimentos solubles. La Artemia
no regula su nutrición (se alimenta las 24 h). Estos
factores deben de considerarse para la adecuada selección
de las especies silvestres, y para calcular la
concentración y la dieta adecuada para fines
acuaculturales.

En las poblaciones silvestres es difícil determinar el
rendimiento máximo sostenible (RMS), ya que éste
depende de los factores ambientales.

Proceso de Eclosión

El fenómeno de eclosión es un fenómeno
químico puro (intercambio iónico), relacionado con
la concentración de glicerol que posee el embrión,
a mayor producción de glicerol hay mayor absorción
de agua; en etapas críticas de presión
osmótica la membrana se rompe, y después la
concentración de glicerol súbitamente baja a cero,
el glicerol es liberado. Si bien se ha observado que en altas
densidades de quistes la presencia de glicerol es importante,
pues interviene en la sincronía de la eclosión (ya
que no actúa tóxicamente sobre las larvas). Es
recomendable cambiar esta agua antes de que transcurran diez
horas de la eclosión, ya que la presencia del glicerol
incrementa las poblaciones bacterianas.

Parámetros que permiten la eclosión de
quistes

• Temperatura óptima de eclosión de quistes:
  25 a 30°C.

• Salinidad: 5 ppm (límite variable). A mayor
  S‰ de 30 ppm, los quistes no alcanzan el
  período crítico de ruptura o eclosión, y
  en tal caso no se consigue ésta.

• Descapsulación: En la descapsulación se
  controla el proceso de osmo-regulación.
  Permitiéndose la descapsulación es más
  fácil conseguir la eclosión (en el anexo se
  incluye la técnica de descapsulación
  recomendada por P. Sorgeloos).

• pH: A un pH de 8.0 hay una buena eficiencia de
  eclosión. Debajo de éste la eclosión
  disminuye. Se recomienda el uso de 2 g de NaHOO3/1 para
  asegurar una mayor eclosión.

• Oxígeno: En el metabolismo de Carbohidratos de
  Artemia, la presencia de O2 es relevante. Para conseguir una
  eclosión eficiente se recomiendan altos niveles de O2
  (condiciones anaeróbicas afectan la eclosión y
  el metabolismo de Carbohidratos).

Cultivo Intensivo

Se han desarrollado diferentes sistemas para el cultivo de
Artemia en condiciones de laboratorio para fines de investigación sobre la Fisiología,
Bioquímica, los mecanismos de formación de quistes,
eclosión y el aporte nutricional de la Artemia, entre
otros muchos estudios importantes, que han permitido el
establecimiento de cultivos para la nutrición de larvas de
peces y crustáceos de importancia en Acuacultura.

Estos cultivos se pueden clasificar en dos grupos: los
llamados cultivos intensivos, en recipientes de volumen
controlado (tanques de concreto, tinas de plástico,
estanques rústicos, etc.). En estos sistemas las
condiciones ambientales y los nutrientes están
controlados, por lo que se logran altas densidades de cosecha. En
la Tabla 12 se muestran algunos ejemplos de dietas utilizadas
para Artemia en condiciones de cultivo.

Cultivo Extensivo

El aprovechamiento de zonas naturales de producción de
Artemia (salinas, estuarios, lagos salinos), así como su
buen manejo para incrementar su producción, permite el
establecimiento de los cultivos extensivos.

En los cultivos extensivos puede esperarse una cosecha de
10–20 kg org/m2/día, siendo una producción
anual mayor de 30 ton/ha/año. En la Tabla 27 se muestran
algunos ejemplos de sustratos utilizados para el cultivo
extensivo y la Tabla 28 muestra algunas características de
los diferentes tipos de cultivo de Artemia.

Hay que esperar un óptimo en la población para
poder manipular los parámetros que inducen la
formación de quistes (S‰, Oxígeno,
T°).

En relación a la producción de quistes por
estación, se calcula en 20 kg/Ha/estación (cinco
meses).

Recomendaciones para la optimización de la cosecha
de quistes

• Diseño de estanques bien orientados (contra el
  viento) para favorecer la acumulación de quistes
  (lugares tropicales).

• Construcción de barreras (bambú,
  plástico, etc.).

• Determinar la frecuencia óptima de cosecha (una vez
  al día, preferentemente por la mañana).

• Diseño de redes colectoras de malla doble de l mm
  (exterior) y 50µ de luz interior).

• Colección de los quistes en solución
  saturada y aereación contínua (para
  deshidratación de quistes).

• Aplicación de técnicas para provocar
  diapausa.

• Procesar los quistes (salado, desecado, empaque).

IMPORTANCIA NUTRICIONAL DE Artemia

La Artemia es un excelente alimento vivo en la
Acuacultura por sus características de desarrollo, su
pequeño tamaño de nauplio y metanauplio (adecuado
para las larvas y juveniles de crustáceos y peces) y
fácil manejo, etc. El valor nutritivo de los nauplios
recién eclosionados es muy alto; este valor decrece en
ausencia de alimento. Si la Artemia (metanauplio y
nauplio) es alimentada adecuadamente, podemos obtener un
enriquecimiento de nutrientes esenciales en un sustrato de
microalgas (vivas o secas), o en una mezcla artificial de
nutrientes (lípidos,
aminoácidos, ácidos grasos, etc.).

Se ha calculado que se requiere entre un 2.5 a 5 g de la
fuente, enriquecida para un millón de nauplios, y este
enriquecimiento se logra en un período no menor de 6
h.

Los recursos nutricionales que posee Artemia
(proteínas, ácidos grasos, etc.). Su
composición química y su concentración
varían de una cepa a otra, como se muestra en la Tabla 30.
De estos nutrientes, las principales fuentes a considerar son los
ácidos grasos y aminoácidos esenciales en los
nauplios y metanauplios.

Se ha mencionado ya en capítulos anteriores, que la
importancia de los llamados alimentos vivos (fitoplancton y
zooplancton), radica en el aporte de ácidos grasos y
aminoácidos esenciales que puedan brindar para el
desarrollo larvario de peces y crustáceos.

Para lavas de peces marinos, los nauplios de Artemia
contienen una alta proporción de ácidos grasos
esenciales de tipo W,(20:5W3 y 22:6W3) que son los más
nutritivos y que permiten el buen desarrollo y alta supervivencia
de las larvas.

Para especies de agua dulce, los nauplios de Artemia
contienen una alta proporción de los ácidos grasos
esenciales W3 (18:2W6 y 18:3W3).

La calidad nutricional de Artemia varía de un
aislamiento a otro, de tal forma que en el mercado
internacional alcanzan un alto valor aquellas cepas de
Artemia cuyos quistes poseen concentraciones altas de
aminoácidos esenciales y ácidos grasos.

En Latinoamérica y el Caribe se reporta un
gran número de localidades en donde se produce
Artemia en forma natural en salinas y zonas estuarinas,
de las que se conoce muy poco en relación a su
producción, caracterización de la cepa (biología
básica, análisis proximal, ecología), y
potencialidad de industrialización para ser utilizadas en
Acuacultura. Es importante el desarrollo de trabajos de
investigación que permitan la explotación de este
importante recurso en los países latinoamericanos y del
Caribe.

CULTIVO DE
COPEPODOS

CONSIDERACIONES GENERALES

Los copépodos son crustáceos de pocos
milúnetros que son considerados entre las alternativas de
alimentación en Acuacultura. Se han logrado cultivos de
Calanoideos (Calanus sp., Acartia sp., etc.) y de Harpacticoideos
(un ejemplo es Tigriopus japonicus).

Tigriopus japonicus es un copépodo
Harpacticoideo, cuyo adulto mide alrededor de 230 µm. Posee
un desarrollo larvario con seis estadios nauplio. Los nauplios
recién eclosionados miden alrededor de 120 µm. El
estadio de copepodito está dividido en seis subestadios;
el sexto estadio de copepodito es el estado
adulto. En la Figura 13 se muestra el desarrollo de este
organismo.

Técnicas de Cultivo

El cultivo de copépodos aún no dispone de
técnicas sencillas para considerarlos posibles substitutos
de la Artemia. La principal especie que se ha cultivado
masivamente es Tigriopus japonicus, que se ha utilizado
para la nutrición de larvas de peces y camarones. Otras
especies que se han cultivado en forma masiva son Tiste,
Amphiascella, Calanus etc., pero la que ha ofrecido las
mayores ventajas para su producción masiva es T.
japonicus por su resistencia a cambios ambientales, como son
la temperatura (10–27°C), salinidad
(0–18‰), concentración y tipo de alimento,
etc. A continuación se brinda la información necesaria sobre el cultivo de
esta especie.

En condiciones de cultivo se ha alimentado con una gran
variedad de microorganismos (bacterias, fitoplancton) detritus o
cualquier otro material orgánico de pequeño
tamaño. La selección del alimento
determinará el contenido nutricional que pueda aportar
esta especie para la alimentación de larvas de peces y
crustáceos. Las dificultades para su cultivo masivo no son
en razón de un estricto control de parámetros
ambientales como la temperatura y salinidad, pues como ya se
mencionó anteriormente, esta especie es may resistente a
variaciones externas del medio
ambiente.

Las dificultades para su cultivo están en
relación con el sustrato, ya que esta especie es
bentónica, por lo que se ha experimentado con diferentes
formas y materiales de sustrato artificial. Los mejores
resultados de producción se han encontrado cuando se
utiliza como sustrato alguna especie de macroalga (Ulva,
Enteromorpha, Porfira, etc.), pues no sólo juegan el
papel de sustrato sino que aportan material de alimento y
constituyen en los sistemas de cultivo un filtro biológico
que purifica el agua del mismo y consideran que la temperatura
óptima en cultivo es de 20°C.

En el cultivo de T. japonicus y de otros
copépodos en general, es importante proporcionar la
temperatura óptima, el pH, el tipo de alimento y su
concentración óptima, así como la
preparación de hábitats adecuados (para aquellas
especies que así lo requieran).

Importancia de los Copépodos

Existe aún un largo camino por recorrer en la
investigación encaminada a la producción en
cultivo de diferentes especies de copépodos, tanto
bentónicas como fltoplanctónicas, pues la lista de
especies alternativas se encuentra en proceso de
experimentación en laboratorio. Es importante recordar que
en el ambiente
marino los copépodos ocupan un importante papel en las
poblaciones que conforman el zooplancton, pues es este grupo uno
de los recursos de alimentación más importantes
para peces y crustáceos.

FIG. 13 Estadios de crecimiento de Tigriopus
japonicus 1 – 6: Estadios de Nauplio 1° –
6°7 – 15: Estadios de copepodito y adulto7 – 9:
Copepodito 1° – 3°10 – 11: Copepodito 4°
– 5° (hembra)12: Adulto hembra13 – 14: Copepodito
macho 4° – 5°15: Adulto macho

CULTIVO DE
MICRCORUSTACUOS DE AGUA DULCE

CONSIDERACIONES GENERALES

Dentro de esta clase de
organismos existen dos géneros de agua dulce de gran
importancia en Acuacultura, que son Daphnia y
Moina, las cuales se localizan en diversos medios. El
género
Daphnia comprende más de 20 especies, de las cuales las
más conocidas son: Daphnia magna, D. pulex, D.
longispina, D. strauss.

En relación al género Moina podemos mencionar a
las especies: Moina rectirostris, M. macrocopa, M. brachiata
y M. affinis.

Morfología

Estos organismos se caracterizan por poseer un cuerpo
comprimido lateralmente y ovalado, se distinguen segmentos como
en otros crustáceos. Presentan dimorfismo sexual marcado,
la hembra es más grande que el macho. Presentan un
carapacho de quitina transparente, las antenas o
apéndices con numerosas setas; ojos compuestos y simples
(ojo nauplio). Una cavidad embriónica con huevos y
embriones situados en la parte dorsal, entre el carapacho y el
dorso del cuerpo. Para la identificación de especies son
importantes los apéndices toráxicos en la forma y
número de espinas y setas.

PARAMETROS AMBIENTALES

Hábitat

Son organismos ampliamente distribuidos en lagos, reservorios
artificiales, charcos temporales y aguas de desecho. Poseen
huevos de resistencia llamados efipios con una envoltura
quitinosa que el aire y los animales pueden
distribuir. Son abundantes en ambientes con alta
concentración de materia orgánica en donde
proliferan bacterias, levaduras y microalgas. Especies de
Daphnia pueden cohabitar con Moina,
Copépodos y Brachiópodos.

Temperatura

D. magna es especialmente resistente a cambios
extremos de temperatura desde O°C a 22°C y se consideran
18°C-20°C como su temperatura óptima.

D. longispina, D. pulex y Moina rectirostris no
sobreviven a cambios extremos de temperatura, se desarrollan en
temperaturas de 28°C – 29°C.

Moina macrocopa se desarrolla también en un
rango amplio de temperatura desde 5°C a 30°C y se
considera de 24°C – 26°C como su temperatura
óptima.

Moina brachiata crece en temperaturas de 8°C
– 13°C.

Requerimientos de Oxígeno

Estos organismos habitan en medios donde la
concentración de O2 es variable, ya que pueden crecer
tanto en completa saturación de O2 hasta concentraciones
muy bajas. Estas concentraciones están en relación
a temperatura, concentración de materia orgánica,
concentración de microalgas, etc.

La supervivencia en medios pobres de oxígeno depende de
la capacidad de sintetizar hemoglobina. Este fenómeno
está en relación directa del oxígeno
ambiental. Un incremento en hemoglobina está en
razón directa de alta temperatura y excesiva densidad de
población. Incluso la hemoglobina está presente
también en los huevos y la síntesis
de hemoglobina también está relacionada con la
concentración de CO2 ambiental.

FIG 14 Daphnia pulex (hembra)

Requerimientos en pH

El pH óptimo en estas especies es difícil de
determinar. En términos generales, el pH oscila entre 7.1
– 8 y por ejemplo en D. pulex el pH óptimo es de 5 a
6.

Otros Requerimientos

Existe en estas especies una alta sensibilidad a cambios del
equilibrio iónico a diferentes concentraciones de cationes
en el medio.

Las reacciones de Daphnia a la presencia de sales de fosfatos
y nitratos (0.5 mg/l) es interesante, pues estimula la
reproducción y la madurez sexual.

Los huevos contienen carotenoides y su síntesis
requiere de la presencia de luz. Es importante mencionar que la
madurez sexual también está influenciada por la
presencia de luz.

La abundancia y distribución de estas especies depende
de la variación estacional pues el número y
tamaño de huevos de resistencia partenogenéticos y
la madurez sexual dependen de las variaciones de T°,
S‰, pH y luz, entre otros. Un exceso de luz solar reduce
considerablemente una población.

En relación a la producción de huevos
Ephippia (huevos de resistencia partenogenéticos)
dependen de la temperatura principalmente. Por ejemplo, en
Moina rectirostris éstos se producen a
20~27°C en M. macrocopa a 14°C.

La alimentación en Daphnia y Moina es más
compleja que en Branchiópodos, ya que estas especies se
alimentan de bacterias, levaduras y microalgas. La Daphnia se
adapta a cambios ambientales y puede adaptarse a ambientes nuevos
en tres – siete días, reproduciéndose
partenogenéticamente. Las colectas de estos organismos de
los medios naturales para su cultivo, deben hacerse en primavera
y verano.

TIPOS DE CULTIVO

La producción de Daphnia y Moina en condiciones de
cultivo es relativamente sencilla por su resistencia a
variaciones ambientales y diversas dietas alternativas que se
pueden usar como se ha mencionado en párrafos
anteriores.

Como en otras especies de alimento vivo, las alternativas de
producción de estas especies pueden ser: cultivo en
laboratorio para fines de investigación, cultivo intensivo
y cultivo extensivo. La Tabla 33 muestra la producción de
microcrustáceos de agua dulce con diferentes especies de
microalgas y bacterias.

Condiciones Optimas de CultivoT°C –
15°C a 25°CO2 – 3 a 6 mg/lpH – (6.8 – 7.8)Grado de
Oxidación – 14.8–26.2 mg O2/l

Medios de Cultivo Recomendables

• Medios minerales (sales de fosfatos y nitratos)

• Medios orgánicos (estiércol de caballo, res,
  cerdo, gallina)

• Medios enriquecidos (combinación de medios
  orgánicos e inorgánicos o extractos de
  suelo

Se recomienda cosechar estos organismos a intervalos regulares
para mantener un equilibrio en el cultivo. En condiciones
óptimas de cultivo para iniciar la cosecha (de 20 a 25
días después del inicio del cultivo), se puede
obtener una biomasa de 10 g/m3. Las Tablas 34 y 35 muestran los
diferentes medios de cultivo recomendables para sistemas
intensivos y extensivos.

IMPORTANCIA NUTRICIONAL

Las especies más estudiadas en relación de su
aporte nutricional para la acuacultura son Daphnia y
Moina. La Tabla 36 nos muestra el contenido nutricional
reportado para Daphnia.

Estas dos especies de cladóceros de agua dulce han sido
seleccionadas dentro del grupo de zooplancton que ofrece alto
contenido nutricional y facilidades de producción en
cultivo.

La Tabla 37 muestra la composición mineral y proximal
de cinco especies seleccionadas como alimento vivo; entre
éstas se encuentran Daphnia y Moina.

Es importante considerar que el contenido nutricional de estas
especies está en función
directa del sustrato en el que se desarrollan. Los
cladóceros en Acuacultura han sido objeto de estudios muy
serios en países desarrollados como el Japón y La
Unión Soviética. Estos trabajos han permitido
conocer las condiciones óptimas para su producción
en cultivo masivo, así como las alternativas de
producción en diferentes medios de cultivo.

Autor:

Gino Paoli Li Alfaro