Crecimiento de Artemia sp a diferentes salinidades en condiciones de laboratorio (página 2)

Fig. 1. Lavado de cistos con agua potable
declorada después que estuvieron en una solución
con lejía

Se utilizó un litro de agua de mar
para la eclosión, pero el agua de mar
tenia una salinidad de 40 ppt que fue obtenida de la playa Las
Delicias (debido a que esa agua estaba guardada de hace tiempo), para
llegar a 35 ppt se adiciono 200 mL de agua potable declorada a
800 ml al agua de mar, luego se agrego el agua de mar a una
botella de eclosión de vidrio de
capacidad de 2,5 L junto con los 2,0 g de cistos, el eclosionador
tuvo aireación constante e iluminación constante (un foco de 100
watts) durante la eclosión.

Fig. 2. Sistema de
eclosión de cistos de artemia.

Una vez ocurrida la eclosión, se quito la
aireación se cubrió parte de la botella con un
plástico
negro y se acerco la luz en la parte
descubierta aprovechando el fototropismo positivo que tienen los
nauplios de artemia para poder
sifonearlos como se aprecia en la Figura 4, luego se
realizó el conteo, con la ayuda de una micropipeta, para
ajustar una densidad de 1
nauplio/5 mL en cada uno de los 5 acuarios de vidrio (capacidad
de 14,50 L) en los cuales se colocaron 1000 individuos en cada
acuario, con un volumen manejado
de 5 L, los cuales conformaron el módulo del cultivo que
tuvieron salinidades de 35 ppt, 40 ppt, 60 ppt, 80 ppt y 100 ppt,
estas fueron denominadas Unidad Control (que fue
de 35 ppt), Unidad 1(U1, que fue de 40 ppt), Unidad 2 (U2, en
esta unidad la salinidad fue de 60 ppt), Unidad 3 (U3, fue de 80
ppt) y finalmente Unidad 4 (U4, que fue de 100 ppt), el agua que
se utilizo fue agua potable declorada y a la que se agregó
sal industrial molida para obtener las diferentes salinidades, en
la Unidad Control se agregó 35 g de sal, en la U1 40g de
sal, en la U2 se adiciono 60 g de sal, en la U3 se agrego 80 g de
sal mientras que en la ultima Unidad Experimental (U4) se
adiciono 100 g de sal, hasta ajustar la salinidad con la ayuda de
un salinometro óptico marca Vista.

Fig. 3. Nauplio de Artemia al estado
"umbrella" recién eclosionado

Fig. 4. Sifoneo de los nauplios recién
eclosionados

Se acondicionaron de forma paralela, con aireación
constante y con iluminación de 12 horas, para ello se
utilizó 5 focos de 100 watts para cada unidad y fueron
colocados en la parte superior de cada acuario como se observa en
la Figura 05.

Fig. 5. Acondicionamiento de las unidades
experimentales

En el cultivo de microalgas para la alimentación de los
nauplios se utilizó Dunaliella salina que fue
obtenida del humedal "Tres Palos" del Distrito de Santiago de
Cao, Provincia Ascope, Región La Libertad, esta
cepa previamente se filtro, para luego aislarla para su posterior
cultivo, luego para el levante de la microalga se utilizo 200 mL
de filtrado y se agregó 800 mL de agua de mar que fue
obtenida de la playa Las Delicias, previamente se agrego sal
industrial molida al agua de mar (que fue filtrada) por que tenia
una salinidad de 35 ppt para que este igual a la misma salinidad
en que se encontraba la microalga que fue de 64 ppt, estando
ambos medios con
similar salinidad se agrego 1 mL de Urea como nutriente, se
modifico el medio nutritivo HM (Heusster – Merino) ya que
utilizando tan solo urea en experimentaciones previas se tuvo
resultados favorables. Luego que se adiciono la urea, fue aireado
permanentemente y tuvo iluminación constante que fue luz
fluorescente.

Al segundo día de la eclosión se adicionó
5 mL de microalga a cada unidad experimental a las 12.00 m, al
tercer día se agrego 10 mL de microalga a cada unidad
experimental a la misma hora y esa cantidad se mantuvo constante
hasta el final del experimento

Para el control de la temperatura se
utilizo un termómetro de mercurio de
0,1°C de sensibilidad y la salinidad se utilizó un
salinometro óptico marca Vista, estos parámetros
fueron controlados todos los días a las 9.00 a.m.

Fig. 6 y 7. Dunaliella salina
observada al microscopio

RESULTADOS

ANÁLISIS DE LOS CISTOS DE Artemia
sp

• CONTEO DE CISTOS

Se contaron por separados las muestras y se obtuvieron los
siguientes resultados:

Tabla 1. Cantidad de cistos contados en 0,1 g.

Sabiendo que en 0,1 g de cistos hay 131 cistos, se extrapola a
2,0 g de cistos y se obtiene que para esa cantidad existen 262
000 cistos, de los cuales con un 80 % de supervivencia se
obtendrán 209 000 nauplios.

Fig. 8 Cistos observados al estereoscopio
para su posterior conteo.

Fig. 9. Cistos rotos encontrados en el
conteo de los mismos.

• DIÁMETRO Y COLORACIÓN DE LOS
  CISTOS

Con las mismas muestras de cistos se procedió a
determinar el diámetro de los mismos para ello se utilizo
un papel milimetrado, y en el cual en la división de
milímetros se pusieron los cistos en fila y se contaron
cuantos habían en un milímetro con la ayuda de un
estereoscopio y un estilete.

El color de los
cistos era un marrón anaranjado.

Tabla 2. Número de cistos que
pueden entrar en 1000 &µm.

En cada milímetro se contaron 4 cistos, y como en un
milímetro hay 1000 &µm, entonces cada cisto de
artemia mide 250 &µm.

Fig. 10 Determinación del
diámetro de los cistos con la ayuda de un papel
milimetrado

• TIEMPO DE DESCAPSULACIÓN

El tiempo promedio que duro la descapsulacion con hipoclorito
fue de 5,06 minutos

Tabla 3. Tiempo de descapsulación los cistos de
Artemia sp. utilizando hipoclorito (lejía)

Fig. 11 Proceso de descapsulacion de
cistos con hipoclorito (lejía).

CONTROL DE LA TEMPERATURA DEL AGUA

En el control diario de la temperatura, no se logro mantenerla
constante en todas las unidades experimentales y mucho menos se
logro alcanzar la temperatura optima para un buen desarrollo de
los nauplios de Artemia sp. La temperatura mínima
del agua en la unidad control fue de 21,0° C y la
máxima fue de 26,5°C, en la unidad experimental 01
(U1) la temperatura del agua estuvo entre 21,0 y 28,0 °C, en
la unidad experimental 02 (U2) la temperatura del agua tuvo
valores entre
21,0 y 27,5 °C, mientras que en las dos ultimas unidades
experimentales (U3 y U4) los valores de
temperatura estuvieron entre 21,0 y 27,0°C respectivamente.
Como se puede observar en la Grafica 1 la temperatura del agua
estuvo cerca de la temperatura óptima para el desarrollo
del microcrustáceo al inicio del experimento para luego
descender hasta el final del experimento.

Grafica 1. Variación de la
Temperatura (°C) del agua en la Unidad Control y en las
diferentes Unidades Experimentales a lo largo del
experimento.

CONTROL DE LA SALINIDAD DEL AGUA

El control de la salinidad del agua de las diferentes unidades
experimentales fue una variable muy difícil de maneja,
debido a que constantemente el agua se evaporaba y ocasionaba un
incremento de la salinidad en la unidad control y en todas las
unidades experimentales.

Después de dos días de iniciado el experimento
en la unidad control así como en las unidades
experimentales la salinidad se incremento entre 6 a 10 ppt en las
unidades experimentales y se evaporo un litro de agua en cada
unidad experimental, para solucionar estos inconvenientes se
agrego agua potable declorada hasta lograr el volumen de 5 litros
y la salinidad especifica en cada unidad; para evitar la
evaporación constante se desactivo 3 focos dejando 2
prendidos todo el día, si se logro mantener la salinidad
estable en cada una de las unidades experimentales. Pero al final
del experimento la salinidad se incremento progresivamente en
todas las unidades.

Según la Grafica 2 en la Unidad Control la salinidad
estuvo entre 33 y 44 ppt, en la unidad experimental 01 (U1) los
valores de salinidad estuvieron entre 37 y 48 ppt, en la
siguiente unidad experimental (U2) la salinidad osciló
entre 56 y 71 ppt, en la unidad experimental 03 (U3) el rango fue
80 a 100 ppt, mientras que en la ultima unidad experimental 04
(U4) la salinidad estuvo entre 100 y 150 ppt.

Grafica 2 Variación de la
Salinidad (ppt) en el agua en la Unidad Control y en las
diferentes Unidades Experimentales a lo largo del
experimento.

CICLO BIOLÓGICO DE LA Artemia
sp

En todas las unidades experimentales se llego hasta el estado de
Metanauplio, esto se dio al cuarto día de iniciado el
experimento, debido a que hubo una mortandad en todas las
unidades experimentales. En algunos casos se llegó hasta
Metanauplio con 1, 2 y 3 mamelones, según la Figuras 12,
13 y 14 alcanzando tamaños de 0,9 mm en la Unidad Control
y en la U1, 0,95 mm en la U2, en la U3 llegó a medir 1,0
mm y en la U4 alcanzó tallas de 0,75 mm.

Tabla 4. Tamaño alcanzado por la población de artemia en las diferentes
unidades experimentales.

Grafica 3 Crecimiento de la población de artemia en las
diferentes unidades experimentales

Fig. 12 Metanauplio con un mamelón en Unidad
Control (35 ppt – 2 días)

Fig. 13 Metanauplio con dos mamelones en Unidad Control
(35 ppt – 3 días)

Fig. 14 Metanauplio con tres mamelones en Unidad 3 (80 ppt – 4
días)

Al cabo del cuarto día en la unidad control y en las
unidades experimentales U1, U2 y U3 es en donde se alcanzo las
mayores tallas, caso contrario fue en la ultima unidad
experimental, en donde el valor esta 0,3
mm por debajo de las tallas anteriores. Los datos de
sobrevivencia, mortalidad y número de organismos de las
diferentes unidades experimentales se presentan en el Cuadro 5.
En este cuadro se observa que la sobrevivencia final del
experimento en todas las unidades fue de 0,0%, esto se puede
observar mas claramente en la Grafica 4; se debe aclarar que en
ninguna de las unidades experimentales se pudo completar el ciclo
biológico, tan solo llego hasta el estado de Metanauplio
al cabo de 4 días.

Tabla 5. Tabla de vida de Artemia sp en las diferentes
unidades experimentales

Grafica 4 Sobrevivencia de la población de
Artemia sp en todas las unidades experimentales

En la siguiente figura se puede observar que la que la
sobrevivencia decae en forma gradual durante todo el experimento;
es hasta el día 4, en que en el cultivo se presenta una
súbita mortalidad del 100% en todas las unidades
experimentales.

Grafica 5 Datos de Sobrevivencia de la población de
Artemia sp en todas las unidades experimentales.

Fig. 15, 16 y 17 Microalgas y protozoarios presentes en las
unidades experimentales.

DISCUSIÓN

En cuanto a la sobrevivencia del cultivo de Artemia
sp. a diferentes salinidades, tuvo un decrecimiento gradual,
lo que significa que sin importar las clases de edad que presente
la población, la mortalidad va a ser constante y tan solo
se llego al estado de Metanauplio en todas las unidades
experimentales, esto se debe a que la población fue
incapaz de adaptarse al medio de cultivo y a la variación
de temperatura.

La artemia se desarrolla perfectamente en agua de mar, pero
este microcrustáceo posee una adaptación
fisiológica a biotopos con una elevada salinidad, ya que
su sistema osmorregulatorio le permite sintetizar eficazmente
pigmentos respiratorios (hemoglobina) ante los bajos niveles de
oxigeno
presente en un cuerpo de agua hipersalino (SALGADO, 2001). La
supervivencia de las poblaciones de Artemia es fuertemente
dependiente de las interacciones salinidad – temperatura y
de la concentración absoluta y relativa de (CO3-2, Cl-,
SO4-2) de sales en su ambiente.
Experimentos
realizados sobre supervivencia indican que Artemia
franciscana y Artemia sinica tiene una alta
supervivencia en salinidades de 90 – 120 ppt en tanto que
Artemia tunisiana y Artemia sinica tiene una
alta supervivencia en salinidades de 90 – 150 ppt;
Artemia partenogenetica muestra una amplia
variación en sus tasas de supervivencia entre bajas y
altas salinidades de 60 – 150 ppt (VERA, 1997).

MARTINEZ (1996), registró un mínimo de 62 ppt y
un máximo de 168 ppt, Artemia sp presenta
características eurihalinas, como consecuencia de todo
ello, la Artemia sp no aparece más que a
salinidades donde sus predadores no pueden sobrevivir (por encima
de 70 ppt). La artemia muere a salinidades próximas a la
saturación en cloruro de sodio (por encima de 260 ppt), a
causa del extremo estrés
fisiológico de la toxicidad del agua en esas condiciones
(SORGELOOS et al, 1986).

VINATEA (1995), reporta que Artemia sp en condiciones
de laboratorio
puede tolerar agua fresca por varias horas, si bien la artemia
posee mecanismos fisiológicos para vivir a bajas
salinidades, el limite inferior en el ambiente natural esta en la
mayoría de los casos determinado por la presencia de
predadores que son abundantes a salinidades inferiores a 45
ppt.

Los diferentes hábitats en donde se localiza este
crustáceo, pueden presentar composiciones únicas
muy particulares del agua, ocasionando con ello que a lo largo
del tiempo, las poblaciones se adapten a cierta
concentración específica de salinidad. LENZ (1987)
y AMAT et al. (1995), citados ambos en VAN STAPPEN (2000),
mencionan que la dinámica poblacional, así como el
grado de adaptación de este crustáceo al lugar en
donde se encuentra, esta determinado por las condiciones y
características de los cuerpos de agua en donde habita,
así como a la sensibilidad o plasticidad que presenten los
organismos a mantenerse y así obtener un grado de
bienestar, el cual les permite sobrevivir y por lo tanto dejar
descendencia viable.

Esta capacidad de Artemia a adaptarse, puede ser o llegar a
ser una barrera ecológica que le impida crecer en
condiciones en donde cierto intervalo de salinidad es necesario
para que su aparato fisiológico responda de una manera
optima y, por lo tanto, ocurra un desequilibrio irreversible que
provoque la muerte del
individuo
según CASTRO et al. (2005). La salinidad utilizada en este
experimento fue de 35, 40, 60, 80 y 100 ppt que aunque se
encontraba dentro del intervalo manejado en algunos cultivos como
lo mencionan SORGELOOS et al. (1986), RIBEIRO, (1989), BARATA et
al. (1996), y CASTRO et al. (2001), no tuvo éxito,
debido a que al trasladar esta población en un sistema de
cultivo utilizando sal con una composición química diferente
puede provocar cambios en la osmorregulación de esta
población (VAN STAPPEN, 2000). También CASTRO et
al. (1994), mencionan que aunque Artemia puede encontrarse hasta
en salinidades de 340 ppt no puede realizar adecuadamente o en
optimas condiciones la mayoría de sus funciones
fisiológicas. CLEGG y TROTMAN (2002) en CASTRO et al.
(2005), mencionan que la artemia puede vivir y reproducirse en
soluciones
cuyos componentes iónicos se presentan en altas
concentraciones, provocando que el organismo responda a cambios
en las presiones osmóticas del medio, tanto al exterior
como en el interior del cuerpo, por lo que cada población
tiene que adaptarse a sus propias condiciones muy particulares y
por consiguiente ajustar su sistema de
osmorregulación.

Aspectos relacionados al cultivo semi intensivo, BARATA et al.
(1996), señalan que emplearon salinidades de 38 y 90 ppt y
en ambas obtuvieron buenos resultados; CASTRO et al. (2001),
recomiendan para poblaciones mexicanas mantener los cultivos
entre 60 y 80 ppt, ya que se obtiene una mayor sobrevivencia;
mientras RIBEIRO (1989), con una población portuguesa,
utilizo una salinidad entre 34-35 ppt., como se puede observar la
cantidad de sal aunque intuye en el desarrollo de los organismos
(VANHAECKE et al., 1987), no es primordial para la sobrevivencia
de estos en un cultivo sino que destaca la importancia de la
composición y concentración iónica (VAN
STAPPEN, 2000), la cual si puede alterar la sobrevivencia de los
organismos debido a la poca o nula respuesta fisiológica
de su aparato osmorregulador.

ORTEGA (1991), reporta que de hecho la Artemia sp
puede vivir en condiciones ecológicas muy diversas y
adversas, soportando temperaturas que oscilan entre los 5 °C
y los 35 °C, estando en los rangos obtenidos por MARTINEZ
(1996) que fue de 18,2 °C a 31,0 °C, según CASTRO
et al.(2005), reporta que a una temperatura de 27 +- 2 °C y
con una salinidad a 60 ppt al cabo de 21 días tuvo una
sobrevivencia final de 1,92 %; CACERES (2000), trabajando con una
salinidad de 37 ppt y con una temperatura entre 23,0 y 27,4
°C tuvo resultados favorables, caso contrario ocurrió
en todas las unidades experimentales que en el primer día
la temperatura del agua estuvo entre 27 °C para conforme
avanzaba el experimento no se pudo mantener esa temperatura
llegando hasta valores de 21 °C en todas las unidades
experimentales, esto se debió a que en el transcurso del
experimento se cortaba la iluminación (que era utilizada
para que el agua se mantenga en una temperatura constante) para
evitar la evaporación que ocurría en cada unidad
experimental, además se añadía agua potable
a diferente temperatura de las unidades experimentales para
compensar la perdida por evaporación en cada una de las
unidades experimentales.

Otro de los factores que pueda incurrir en la mortalidad
prematura de la población de artemia se debe a que
según SORGELOOS et al. (1986) el metabolismo de
los quistes de Artemia, con anterioridad a la ruptura, es un
sistema regulatorio hiperosmótico trealosa-glicerol, esto
significa que la ruptura se puede producir en ausencia de sales y
que a medida que aumentan los niveles de salinidad en el medio de
eclosión, se necesitan mayores concentraciones de glicerol
para alcanzar el punto crítico de presión
osmótica necesario para que se produzca la ruptura de la
cáscara (por diferencia entre la presión
osmótica dentro y fuera del quiste). De esta forma cuanto
mayor es la salinidad en el medio, mayor cantidad de glicerol
tiene que ser producido, alargándose con ello el
período de eclosión y de ruptura y disponiendo de
menos reservas energéticas para el nauplio, en el
experimento se eclosiono a una salinidad de 35 ppt y los nauplios
no se enjuagaron como indica VERA (1997) ya que al final de la
eclosión quedan restos de glicerol en los nauplios y
posiblemente hayan contaminado el agua de los cultivos.

Respecto a los parámetros de eclosión los
valores obtenidos se asemejan a los de algunos autores tal es
así que LEON (1969) reporta que el mejor resultado de
eclosión se obtiene a una salinidad de 34 ppt y a una
temperatura entre 30 a 34 °C, SORGELOOS et al (1986) indica
que la temperatura debe estar entre 25 a 30 °C, por debajo de
25 °C la eclosión es lenta y por encima de 30 °C
es alta, TRECEE (2000) manifiesta que para la eclosión la
temperatura debe estar entre los 28 °C y a una salinidad de 5
ppt, CLEGG (1964), en sus trabajos experimentales tiene una
explicación, a una salinidad menor del medio se traduce en
menores diferencias de presión osmótica entre el
interior del quiste, es decir menores necesidades de las síntesis
de glicerina por el embrión para romper el corión
con el consiguiente ahorro
energético.

Para la densidad de eclosión se recomienda no
sobrepasar la densidad de 5 g de quistes por litro, la
iluminación debe ser constante, la aireación debe
ser desde el fondo del tanque de eclosión permitiendo
mantener a todos los quistes en suspensión en un agua
suficientemente oxigenada, la tasa optima de aireación es
de 7 litros aire / minuto.
(AMAT, 1980).

En la densidad de siembra que fue de 1 nauplio/ 5 mL, se
asemeja a lo que experimento CACERES en el 2000, que trabajo con la
misma densidad de siembra, caso contrario ocurrió con
CASTRO et al. (2005) que trabajó con una densidad de 3
nauplios / mL al igual que DIAZ, A. et al. (2006), esa cada una
de las diferentes densidades de siembra si tuvieron resultados
favorables en el desarrollo del ciclo biológico de la
artemia lo que no ocurrió en el experimento realizado.

Los quistes utilizados para el experimento que
tienen un diámetro promedio de 250 &µm y que son
de color marrón, y tienen ciertas características a
los del Estuario de Virrila que tienen un diámetro
promedio de 210,5 + 12,5 &µm y también son de
color marrón tal como lo indica SALGADO (2001), este mismo
autor manifiesta que estos cistos producen un nauplio cuya
longitud es de 403 + 2,03 &µm. SORGELOOS et al. (1986)
reporta que después de 24 horas de hidratación la
membrana externa se rompe y aparece el embrión rodeado de
la membrana de eclosión permaneciendo en estado de
"umbrella"; el primero estado larvario (estado I) mide entre 400
y 500 &µm de longitud con un color pardo naranja y se
observa el ojo naupliar. Otras 24 horas después muda al
estado II a partir de aquí se alimenta de microalgas de 1
y 40 &µm; después de 15 mudas llega al estado X
en donde las antenas pierden
su función
locomotriz y se transforman en elementos de diferenciación
sexual.

Según CACERES (2000), a una salinidad de 35 ppt,
después de 48 horas de eclosión se llego al estado
de Metanauplio con una micra de longitud, cosa contraria a lo
obtenido a esa salinidad ya que ese estado se logro
después de 78 horas, lo que si se puede corroborar es lo
que SORGELOOS et al. (1986) indica que a esa misma salinidad
encontró larvas en estado I que miden 400 y 500
&µm de longitud y con la presencia del ojo naupliar y
tres pares de apéndices.

LEON (1969) reporta que al cabo de 122 horas se pueden
encontrar Metanauplios con 2 mamelones cosa que si ocurrió
en la unidad control de 35 ppt, también indica que 170
horas después se pueden encontrar Metanauplios con 3
mamelones lo que si se encontró en la unidad experimental
de 80 ppt de salinidad.

Según CASTRO et al. (2005), al cuarto día de su
experimento la artemia alcanzo el estado de Metanauplio, en un
ambiente que tenia una salinidad de 60 ppt y que fueron
alimentados con salvado de arroz, Isochrysis galvana y
Tetraselmis suecica, lo mismo ocurrió en la
unidad experimental de 60 ppt de salinidad que si llego a ese
estado naupliar.

LEON (1969), indica que se alimenta de algas
microscópicas y flagelados siendo las microalgas:
Tetraselmis sp, Chlamydomonas, Dunaliella salina,
Nanochloropsis, Chaetoceros muelleri. SORGELOOS et
al (1986), manifiesta que artemia es un filtrador no selectivo y
se alimenta tanto de materia
orgánica particulada y organismos vivos
microscópicos. Durante el transcurso de la experiencia
cuando finalizaba la práctica se observó en los
residuos la presencia de protozoarios así como
también distintas microalgas. ORTEGA (1991), reporta que
la alimentación puede ser variada tales como: harina de
cereales, levaduras y microalgas, lo cual concuerda con lo
trabajado en que se alimento a las artemias con Dunaliella
salina y con un mix de microalgas proporcionadas por la
cátedra. GODÍNEZ et al. (2004) en sus resultados
permiten inferir que la combinación en diferentes
proporciones de las microalgas Tetraselmi. suecica y
Chaetoceros muelleri ofrecidas como alimento vivo a
larvas de A. franciscana resultó efectivo
sólo hasta la etapa de postmetanauplio V, mientras que en
las etapas subsecuentes de desarrollo, esta combinación
puede ser suplida por el suministro de Tetraselmis
suecica como dieta única sin afectar el crecimiento
larvario de Artemia franciscana. RIBEIRO (1989), manejo
dos tipos de alimento, el inerte a base de salvado de trigo y
Tetraselmis suecica y Dunaliella salina. El
valor nutritivo aumento con este tipo de alimentación, ya
que analizando los resultados y valores de biomasa obtenidos y en
varias experiencias, se pudo verificar que para Artemia, los
mejores resultados se obtuvieron con Tetraselmis
suecica.

Además, se ha observado que cuando se suministra una
combinación de microalgas verdes y pardas se obtiene un
mejor resultado, ya que las microalgas verdes suministran
proteínas y pigmentos, y las pardas
proporcionan principalmente carbohidratos
y ácidos
grasos CASTRO et al. (2005).

Por todo lo anterior se puede establecer que el alimento
suministrado en este experimento no es un factor determinante
para la baja sobrevivencia de los cultivos. Cabe hacer notar que
el cultivo realizado se llevo a cabo desde la etapa naupliar
hasta la obtención de Metanauplios, pero BARATA et al.
(1996), mencionan que un cultivo es mejor cuando todas las etapas
del organismo se encuentran presentes en el medio (nauplio,
metanauplio, juvenil y adulto). Esto se debe principalmente a que
si se tienen en un mismo cultivo individuos de una misma clase de edad,
estos compiten entre si por el mismo recurso, mientras que en
cultivos con presencia de todos los estadios, estos compiten,
pero a un nivel diferente y por lo tanto, la lucha por el espacio
y alimento, no se da con organismos del mismo tamaño.

CONCLUSIONES

• No hubo sobrevivencia en todas las unidades
  experimentales

• No se logro completar el ciclo biológico en ninguna
  de las unidades experimentales tan solo se logro llegar al
  estado de Metanauplio (con dos mamelones).

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Autor:

Gino Paoli Li Alfaro

Universidad Nacional de Trujillo

Facultad de Ciencias
Biológicas

Escuela Académico Profesional de
Pesquería