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Crecimiento de Artemia sp a diferentes salinidades en condiciones de laboratorio (página 2)

Enviado por Gino Paoli Li Alfaro



Partes: 1, 2


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Fig. 1. Lavado de cistos con agua potable declorada después que estuvieron en una solución con lejía

Se utilizó un litro de agua de mar para la eclosión, pero el agua de mar tenia una salinidad de 40 ppt que fue obtenida de la playa Las Delicias (debido a que esa agua estaba guardada de hace tiempo), para llegar a 35 ppt se adiciono 200 mL de agua potable declorada a 800 ml al agua de mar, luego se agrego el agua de mar a una botella de eclosión de vidrio de capacidad de 2,5 L junto con los 2,0 g de cistos, el eclosionador tuvo aireación constante e iluminación constante (un foco de 100 watts) durante la eclosión.

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Fig. 2. Sistema de eclosión de cistos de artemia.

Una vez ocurrida la eclosión, se quito la aireación se cubrió parte de la botella con un plástico negro y se acerco la luz en la parte descubierta aprovechando el fototropismo positivo que tienen los nauplios de artemia para poder sifonearlos como se aprecia en la Figura 4, luego se realizó el conteo, con la ayuda de una micropipeta, para ajustar una densidad de 1 nauplio/5 mL en cada uno de los 5 acuarios de vidrio (capacidad de 14,50 L) en los cuales se colocaron 1000 individuos en cada acuario, con un volumen manejado de 5 L, los cuales conformaron el módulo del cultivo que tuvieron salinidades de 35 ppt, 40 ppt, 60 ppt, 80 ppt y 100 ppt, estas fueron denominadas Unidad Control (que fue de 35 ppt), Unidad 1(U1, que fue de 40 ppt), Unidad 2 (U2, en esta unidad la salinidad fue de 60 ppt), Unidad 3 (U3, fue de 80 ppt) y finalmente Unidad 4 (U4, que fue de 100 ppt), el agua que se utilizo fue agua potable declorada y a la que se agregó sal industrial molida para obtener las diferentes salinidades, en la Unidad Control se agregó 35 g de sal, en la U1 40g de sal, en la U2 se adiciono 60 g de sal, en la U3 se agrego 80 g de sal mientras que en la ultima Unidad Experimental (U4) se adiciono 100 g de sal, hasta ajustar la salinidad con la ayuda de un salinometro óptico marca Vista.

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Fig. 3. Nauplio de Artemia al estado "umbrella" recién eclosionado

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Fig. 4. Sifoneo de los nauplios recién eclosionados

Se acondicionaron de forma paralela, con aireación constante y con iluminación de 12 horas, para ello se utilizó 5 focos de 100 watts para cada unidad y fueron colocados en la parte superior de cada acuario como se observa en la Figura 05.

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Fig. 5. Acondicionamiento de las unidades experimentales

En el cultivo de microalgas para la alimentación de los nauplios se utilizó Dunaliella salina que fue obtenida del humedal "Tres Palos" del Distrito de Santiago de Cao, Provincia Ascope, Región La Libertad, esta cepa previamente se filtro, para luego aislarla para su posterior cultivo, luego para el levante de la microalga se utilizo 200 mL de filtrado y se agregó 800 mL de agua de mar que fue obtenida de la playa Las Delicias, previamente se agrego sal industrial molida al agua de mar (que fue filtrada) por que tenia una salinidad de 35 ppt para que este igual a la misma salinidad en que se encontraba la microalga que fue de 64 ppt, estando ambos medios con similar salinidad se agrego 1 mL de Urea como nutriente, se modifico el medio nutritivo HM (Heusster - Merino) ya que utilizando tan solo urea en experimentaciones previas se tuvo resultados favorables. Luego que se adiciono la urea, fue aireado permanentemente y tuvo iluminación constante que fue luz fluorescente.

Al segundo día de la eclosión se adicionó 5 mL de microalga a cada unidad experimental a las 12.00 m, al tercer día se agrego 10 mL de microalga a cada unidad experimental a la misma hora y esa cantidad se mantuvo constante hasta el final del experimento

Para el control de la temperatura se utilizo un termómetro de mercurio de 0,1°C de sensibilidad y la salinidad se utilizó un salinometro óptico marca Vista, estos parámetros fueron controlados todos los días a las 9.00 a.m.

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Fig. 6 y 7. Dunaliella salina observada al microscopio

RESULTADOS

ANÁLISIS DE LOS CISTOS DE Artemia sp

  • CONTEO DE CISTOS

Se contaron por separados las muestras y se obtuvieron los siguientes resultados:

Tabla 1. Cantidad de cistos contados en 0,1 g.

MUESTRA

NUMERO DE CISTOS

A

93

B

125

C

103

D

195

E

141

Promedio

131

Sabiendo que en 0,1 g de cistos hay 131 cistos, se extrapola a 2,0 g de cistos y se obtiene que para esa cantidad existen 262 000 cistos, de los cuales con un 80 % de supervivencia se obtendrán 209 000 nauplios.

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Fig. 8 Cistos observados al estereoscopio para su posterior conteo.

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Fig. 9. Cistos rotos encontrados en el conteo de los mismos.

  • DIÁMETRO Y COLORACIÓN DE LOS CISTOS

Con las mismas muestras de cistos se procedió a determinar el diámetro de los mismos para ello se utilizo un papel milimetrado, y en el cual en la división de milímetros se pusieron los cistos en fila y se contaron cuantos habían en un milímetro con la ayuda de un estereoscopio y un estilete.

El color de los cistos era un marrón anaranjado.

Tabla 2. Número de cistos que pueden entrar en 1000 &µm.

MUESTRA

NUMERO DE CISTOS

A

4

B

4

C

4

D

4

E

4

Promedio

4

En cada milímetro se contaron 4 cistos, y como en un milímetro hay 1000 &µm, entonces cada cisto de artemia mide 250 &µm.

Fig. 10 Determinación del diámetro de los cistos con la ayuda de un papel milimetrado

  • TIEMPO DE DESCAPSULACIÓN

El tiempo promedio que duro la descapsulacion con hipoclorito fue de 5,06 minutos

Tabla 3. Tiempo de descapsulación los cistos de Artemia sp. utilizando hipoclorito (lejía)

MUESTRA

TIEMPO

A

4,62 minutos

B

4,16 minutos

C

5,33 minutos

D

5,56 minutos

E

5,63 minutos

Promedio

5,06 minutos

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Fig. 11 Proceso de descapsulacion de cistos con hipoclorito (lejía).

CONTROL DE LA TEMPERATURA DEL AGUA

 

En el control diario de la temperatura, no se logro mantenerla constante en todas las unidades experimentales y mucho menos se logro alcanzar la temperatura optima para un buen desarrollo de los nauplios de Artemia sp. La temperatura mínima del agua en la unidad control fue de 21,0° C y la máxima fue de 26,5°C, en la unidad experimental 01 (U1) la temperatura del agua estuvo entre 21,0 y 28,0 °C, en la unidad experimental 02 (U2) la temperatura del agua tuvo valores entre 21,0 y 27,5 °C, mientras que en las dos ultimas unidades experimentales (U3 y U4) los valores de temperatura estuvieron entre 21,0 y 27,0°C respectivamente. Como se puede observar en la Grafica 1 la temperatura del agua estuvo cerca de la temperatura óptima para el desarrollo del microcrustáceo al inicio del experimento para luego descender hasta el final del experimento.

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Grafica 1. Variación de la Temperatura (°C) del agua en la Unidad Control y en las diferentes Unidades Experimentales a lo largo del experimento.

CONTROL DE LA SALINIDAD DEL AGUA

El control de la salinidad del agua de las diferentes unidades experimentales fue una variable muy difícil de maneja, debido a que constantemente el agua se evaporaba y ocasionaba un incremento de la salinidad en la unidad control y en todas las unidades experimentales.

Después de dos días de iniciado el experimento en la unidad control así como en las unidades experimentales la salinidad se incremento entre 6 a 10 ppt en las unidades experimentales y se evaporo un litro de agua en cada unidad experimental, para solucionar estos inconvenientes se agrego agua potable declorada hasta lograr el volumen de 5 litros y la salinidad especifica en cada unidad; para evitar la evaporación constante se desactivo 3 focos dejando 2 prendidos todo el día, si se logro mantener la salinidad estable en cada una de las unidades experimentales. Pero al final del experimento la salinidad se incremento progresivamente en todas las unidades.

Según la Grafica 2 en la Unidad Control la salinidad estuvo entre 33 y 44 ppt, en la unidad experimental 01 (U1) los valores de salinidad estuvieron entre 37 y 48 ppt, en la siguiente unidad experimental (U2) la salinidad osciló entre 56 y 71 ppt, en la unidad experimental 03 (U3) el rango fue 80 a 100 ppt, mientras que en la ultima unidad experimental 04 (U4) la salinidad estuvo entre 100 y 150 ppt.

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Grafica 2 Variación de la Salinidad (ppt) en el agua en la Unidad Control y en las diferentes Unidades Experimentales a lo largo del experimento.

CICLO BIOLÓGICO DE LA Artemia sp

En todas las unidades experimentales se llego hasta el estado de Metanauplio, esto se dio al cuarto día de iniciado el experimento, debido a que hubo una mortandad en todas las unidades experimentales. En algunos casos se llegó hasta Metanauplio con 1, 2 y 3 mamelones, según la Figuras 12, 13 y 14 alcanzando tamaños de 0,9 mm en la Unidad Control y en la U1, 0,95 mm en la U2, en la U3 llegó a medir 1,0 mm y en la U4 alcanzó tallas de 0,75 mm.

Tabla 4. Tamaño alcanzado por la población de artemia en las diferentes unidades experimentales.

UNIDAD EXPERIMENTAL

TAMAÑO ALCANZADO (mm) EN LOS DIAS DE CULTIVO

DÍA 1 (27/09/08)

DÍA 2 (29/09/08)

DÍA 3 (30/09/08)

DÍA 4 (01/10/08)

Control

0,33

0,55

0,80

0,90

U1

0,30

0,50

0,85

0,90

U2

0,33

0,48

0,86

0,95

U3

0,31

0,50

0,90

1,00

U4

0,30

0,56

0,65

0,75

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Grafica 3 Crecimiento de la población de artemia en las diferentes unidades experimentales

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Fig. 12 Metanauplio con un mamelón en Unidad Control (35 ppt - 2 días)

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Fig. 13 Metanauplio con dos mamelones en Unidad Control (35 ppt - 3 días)

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Fig. 14 Metanauplio con tres mamelones en Unidad 3 (80 ppt - 4 días)

Al cabo del cuarto día en la unidad control y en las unidades experimentales U1, U2 y U3 es en donde se alcanzo las mayores tallas, caso contrario fue en la ultima unidad experimental, en donde el valor esta 0,3 mm por debajo de las tallas anteriores. Los datos de sobrevivencia, mortalidad y número de organismos de las diferentes unidades experimentales se presentan en el Cuadro 5. En este cuadro se observa que la sobrevivencia final del experimento en todas las unidades fue de 0,0%, esto se puede observar mas claramente en la Grafica 4; se debe aclarar que en ninguna de las unidades experimentales se pudo completar el ciclo biológico, tan solo llego hasta el estado de Metanauplio al cabo de 4 días.

Tabla 5. Tabla de vida de Artemia sp en las diferentes unidades experimentales

DIA DE CULTIVO

NÚMERO DE ORGANISMOS

SOBREVIVENCIA (%)

MORTALIDAD

UNIDAD CONTROL

1

1000

100,0

90

2

910

91,0

890

3

20

2,0

20

4

0

0,0

0

U1

1

1000

100,0

185

2

815

81,5

780

3

35

3,5

35

4

0

0,0

0

U2

1

1000

100,0

200

2

800

80,0

702

3

98

9,8

98

4

0

0,0

0

U3

1

1000

100,0

146

2

854

85,4

594

3

260

26,0

260

4

0

0,0

0

U4

1

1000

100,0

60

2

940

94,0

755

3

185

18,5

185

4

0

0,0

0

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Grafica 4 Sobrevivencia de la población de Artemia sp en todas las unidades experimentales

En la siguiente figura se puede observar que la que la sobrevivencia decae en forma gradual durante todo el experimento; es hasta el día 4, en que en el cultivo se presenta una súbita mortalidad del 100% en todas las unidades experimentales.

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Grafica 5 Datos de Sobrevivencia de la población de Artemia sp en todas las unidades experimentales.

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Fig. 15, 16 y 17 Microalgas y protozoarios presentes en las unidades experimentales.

DISCUSIÓN

En cuanto a la sobrevivencia del cultivo de Artemia sp. a diferentes salinidades, tuvo un decrecimiento gradual, lo que significa que sin importar las clases de edad que presente la población, la mortalidad va a ser constante y tan solo se llego al estado de Metanauplio en todas las unidades experimentales, esto se debe a que la población fue incapaz de adaptarse al medio de cultivo y a la variación de temperatura.

La artemia se desarrolla perfectamente en agua de mar, pero este microcrustáceo posee una adaptación fisiológica a biotopos con una elevada salinidad, ya que su sistema osmorregulatorio le permite sintetizar eficazmente pigmentos respiratorios (hemoglobina) ante los bajos niveles de oxigeno presente en un cuerpo de agua hipersalino (SALGADO, 2001). La supervivencia de las poblaciones de Artemia es fuertemente dependiente de las interacciones salinidad – temperatura y de la concentración absoluta y relativa de (CO3-2, Cl-, SO4-2) de sales en su ambiente. Experimentos realizados sobre supervivencia indican que Artemia franciscana y Artemia sinica tiene una alta supervivencia en salinidades de 90 – 120 ppt en tanto que Artemia tunisiana y Artemia sinica tiene una alta supervivencia en salinidades de 90 – 150 ppt; Artemia partenogenetica muestra una amplia variación en sus tasas de supervivencia entre bajas y altas salinidades de 60 – 150 ppt (VERA, 1997).

MARTINEZ (1996), registró un mínimo de 62 ppt y un máximo de 168 ppt, Artemia sp presenta características eurihalinas, como consecuencia de todo ello, la Artemia sp no aparece más que a salinidades donde sus predadores no pueden sobrevivir (por encima de 70 ppt). La artemia muere a salinidades próximas a la saturación en cloruro de sodio (por encima de 260 ppt), a causa del extremo estrés fisiológico de la toxicidad del agua en esas condiciones (SORGELOOS et al, 1986).

VINATEA (1995), reporta que Artemia sp en condiciones de laboratorio puede tolerar agua fresca por varias horas, si bien la artemia posee mecanismos fisiológicos para vivir a bajas salinidades, el limite inferior en el ambiente natural esta en la mayoría de los casos determinado por la presencia de predadores que son abundantes a salinidades inferiores a 45 ppt.

Los diferentes hábitats en donde se localiza este crustáceo, pueden presentar composiciones únicas muy particulares del agua, ocasionando con ello que a lo largo del tiempo, las poblaciones se adapten a cierta concentración específica de salinidad. LENZ (1987) y AMAT et al. (1995), citados ambos en VAN STAPPEN (2000), mencionan que la dinámica poblacional, así como el grado de adaptación de este crustáceo al lugar en donde se encuentra, esta determinado por las condiciones y características de los cuerpos de agua en donde habita, así como a la sensibilidad o plasticidad que presenten los organismos a mantenerse y así obtener un grado de bienestar, el cual les permite sobrevivir y por lo tanto dejar descendencia viable.

Esta capacidad de Artemia a adaptarse, puede ser o llegar a ser una barrera ecológica que le impida crecer en condiciones en donde cierto intervalo de salinidad es necesario para que su aparato fisiológico responda de una manera optima y, por lo tanto, ocurra un desequilibrio irreversible que provoque la muerte del individuo según CASTRO et al. (2005). La salinidad utilizada en este experimento fue de 35, 40, 60, 80 y 100 ppt que aunque se encontraba dentro del intervalo manejado en algunos cultivos como lo mencionan SORGELOOS et al. (1986), RIBEIRO, (1989), BARATA et al. (1996), y CASTRO et al. (2001), no tuvo éxito, debido a que al trasladar esta población en un sistema de cultivo utilizando sal con una composición química diferente puede provocar cambios en la osmorregulación de esta población (VAN STAPPEN, 2000). También CASTRO et al. (1994), mencionan que aunque Artemia puede encontrarse hasta en salinidades de 340 ppt no puede realizar adecuadamente o en optimas condiciones la mayoría de sus funciones fisiológicas. CLEGG y TROTMAN (2002) en CASTRO et al. (2005), mencionan que la artemia puede vivir y reproducirse en soluciones cuyos componentes iónicos se presentan en altas concentraciones, provocando que el organismo responda a cambios en las presiones osmóticas del medio, tanto al exterior como en el interior del cuerpo, por lo que cada población tiene que adaptarse a sus propias condiciones muy particulares y por consiguiente ajustar su sistema de osmorregulación.

Aspectos relacionados al cultivo semi intensivo, BARATA et al. (1996), señalan que emplearon salinidades de 38 y 90 ppt y en ambas obtuvieron buenos resultados; CASTRO et al. (2001), recomiendan para poblaciones mexicanas mantener los cultivos entre 60 y 80 ppt, ya que se obtiene una mayor sobrevivencia; mientras RIBEIRO (1989), con una población portuguesa, utilizo una salinidad entre 34-35 ppt., como se puede observar la cantidad de sal aunque intuye en el desarrollo de los organismos (VANHAECKE et al., 1987), no es primordial para la sobrevivencia de estos en un cultivo sino que destaca la importancia de la composición y concentración iónica (VAN STAPPEN, 2000), la cual si puede alterar la sobrevivencia de los organismos debido a la poca o nula respuesta fisiológica de su aparato osmorregulador.

ORTEGA (1991), reporta que de hecho la Artemia sp puede vivir en condiciones ecológicas muy diversas y adversas, soportando temperaturas que oscilan entre los 5 °C y los 35 °C, estando en los rangos obtenidos por MARTINEZ (1996) que fue de 18,2 °C a 31,0 °C, según CASTRO et al.(2005), reporta que a una temperatura de 27 +- 2 °C y con una salinidad a 60 ppt al cabo de 21 días tuvo una sobrevivencia final de 1,92 %; CACERES (2000), trabajando con una salinidad de 37 ppt y con una temperatura entre 23,0 y 27,4 °C tuvo resultados favorables, caso contrario ocurrió en todas las unidades experimentales que en el primer día la temperatura del agua estuvo entre 27 °C para conforme avanzaba el experimento no se pudo mantener esa temperatura llegando hasta valores de 21 °C en todas las unidades experimentales, esto se debió a que en el transcurso del experimento se cortaba la iluminación (que era utilizada para que el agua se mantenga en una temperatura constante) para evitar la evaporación que ocurría en cada unidad experimental, además se añadía agua potable a diferente temperatura de las unidades experimentales para compensar la perdida por evaporación en cada una de las unidades experimentales.

Otro de los factores que pueda incurrir en la mortalidad prematura de la población de artemia se debe a que según SORGELOOS et al. (1986) el metabolismo de los quistes de Artemia, con anterioridad a la ruptura, es un sistema regulatorio hiperosmótico trealosa-glicerol, esto significa que la ruptura se puede producir en ausencia de sales y que a medida que aumentan los niveles de salinidad en el medio de eclosión, se necesitan mayores concentraciones de glicerol para alcanzar el punto crítico de presión osmótica necesario para que se produzca la ruptura de la cáscara (por diferencia entre la presión osmótica dentro y fuera del quiste). De esta forma cuanto mayor es la salinidad en el medio, mayor cantidad de glicerol tiene que ser producido, alargándose con ello el período de eclosión y de ruptura y disponiendo de menos reservas energéticas para el nauplio, en el experimento se eclosiono a una salinidad de 35 ppt y los nauplios no se enjuagaron como indica VERA (1997) ya que al final de la eclosión quedan restos de glicerol en los nauplios y posiblemente hayan contaminado el agua de los cultivos.

Respecto a los parámetros de eclosión los valores obtenidos se asemejan a los de algunos autores tal es así que LEON (1969) reporta que el mejor resultado de eclosión se obtiene a una salinidad de 34 ppt y a una temperatura entre 30 a 34 °C, SORGELOOS et al (1986) indica que la temperatura debe estar entre 25 a 30 °C, por debajo de 25 °C la eclosión es lenta y por encima de 30 °C es alta, TRECEE (2000) manifiesta que para la eclosión la temperatura debe estar entre los 28 °C y a una salinidad de 5 ppt, CLEGG (1964), en sus trabajos experimentales tiene una explicación, a una salinidad menor del medio se traduce en menores diferencias de presión osmótica entre el interior del quiste, es decir menores necesidades de las síntesis de glicerina por el embrión para romper el corión con el consiguiente ahorro energético.

Para la densidad de eclosión se recomienda no sobrepasar la densidad de 5 g de quistes por litro, la iluminación debe ser constante, la aireación debe ser desde el fondo del tanque de eclosión permitiendo mantener a todos los quistes en suspensión en un agua suficientemente oxigenada, la tasa optima de aireación es de 7 litros aire / minuto. (AMAT, 1980).

En la densidad de siembra que fue de 1 nauplio/ 5 mL, se asemeja a lo que experimento CACERES en el 2000, que trabajo con la misma densidad de siembra, caso contrario ocurrió con CASTRO et al. (2005) que trabajó con una densidad de 3 nauplios / mL al igual que DIAZ, A. et al. (2006), esa cada una de las diferentes densidades de siembra si tuvieron resultados favorables en el desarrollo del ciclo biológico de la artemia lo que no ocurrió en el experimento realizado.

Monografias.comMonografias.comLos quistes utilizados para el experimento que tienen un diámetro promedio de 250 &µm y que son de color marrón, y tienen ciertas características a los del Estuario de Virrila que tienen un diámetro promedio de 210,5 + 12,5 &µm y también son de color marrón tal como lo indica SALGADO (2001), este mismo autor manifiesta que estos cistos producen un nauplio cuya longitud es de 403 + 2,03 &µm. SORGELOOS et al. (1986) reporta que después de 24 horas de hidratación la membrana externa se rompe y aparece el embrión rodeado de la membrana de eclosión permaneciendo en estado de "umbrella"; el primero estado larvario (estado I) mide entre 400 y 500 &µm de longitud con un color pardo naranja y se observa el ojo naupliar. Otras 24 horas después muda al estado II a partir de aquí se alimenta de microalgas de 1 y 40 &µm; después de 15 mudas llega al estado X en donde las antenas pierden su función locomotriz y se transforman en elementos de diferenciación sexual.

Según CACERES (2000), a una salinidad de 35 ppt, después de 48 horas de eclosión se llego al estado de Metanauplio con una micra de longitud, cosa contraria a lo obtenido a esa salinidad ya que ese estado se logro después de 78 horas, lo que si se puede corroborar es lo que SORGELOOS et al. (1986) indica que a esa misma salinidad encontró larvas en estado I que miden 400 y 500 &µm de longitud y con la presencia del ojo naupliar y tres pares de apéndices.

LEON (1969) reporta que al cabo de 122 horas se pueden encontrar Metanauplios con 2 mamelones cosa que si ocurrió en la unidad control de 35 ppt, también indica que 170 horas después se pueden encontrar Metanauplios con 3 mamelones lo que si se encontró en la unidad experimental de 80 ppt de salinidad.

Según CASTRO et al. (2005), al cuarto día de su experimento la artemia alcanzo el estado de Metanauplio, en un ambiente que tenia una salinidad de 60 ppt y que fueron alimentados con salvado de arroz, Isochrysis galvana y Tetraselmis suecica, lo mismo ocurrió en la unidad experimental de 60 ppt de salinidad que si llego a ese estado naupliar.

LEON (1969), indica que se alimenta de algas microscópicas y flagelados siendo las microalgas: Tetraselmis sp, Chlamydomonas, Dunaliella salina, Nanochloropsis, Chaetoceros muelleri. SORGELOOS et al (1986), manifiesta que artemia es un filtrador no selectivo y se alimenta tanto de materia orgánica particulada y organismos vivos microscópicos. Durante el transcurso de la experiencia cuando finalizaba la práctica se observó en los residuos la presencia de protozoarios así como también distintas microalgas. ORTEGA (1991), reporta que la alimentación puede ser variada tales como: harina de cereales, levaduras y microalgas, lo cual concuerda con lo trabajado en que se alimento a las artemias con Dunaliella salina y con un mix de microalgas proporcionadas por la cátedra. GODÍNEZ et al. (2004) en sus resultados permiten inferir que la combinación en diferentes proporciones de las microalgas Tetraselmi. suecica y Chaetoceros muelleri ofrecidas como alimento vivo a larvas de A. franciscana resultó efectivo sólo hasta la etapa de postmetanauplio V, mientras que en las etapas subsecuentes de desarrollo, esta combinación puede ser suplida por el suministro de Tetraselmis suecica como dieta única sin afectar el crecimiento larvario de Artemia franciscana. RIBEIRO (1989), manejo dos tipos de alimento, el inerte a base de salvado de trigo y Tetraselmis suecica y Dunaliella salina. El valor nutritivo aumento con este tipo de alimentación, ya que analizando los resultados y valores de biomasa obtenidos y en varias experiencias, se pudo verificar que para Artemia, los mejores resultados se obtuvieron con Tetraselmis suecica.

Además, se ha observado que cuando se suministra una combinación de microalgas verdes y pardas se obtiene un mejor resultado, ya que las microalgas verdes suministran proteínas y pigmentos, y las pardas proporcionan principalmente carbohidratos y ácidos grasos CASTRO et al. (2005).

Por todo lo anterior se puede establecer que el alimento suministrado en este experimento no es un factor determinante para la baja sobrevivencia de los cultivos. Cabe hacer notar que el cultivo realizado se llevo a cabo desde la etapa naupliar hasta la obtención de Metanauplios, pero BARATA et al. (1996), mencionan que un cultivo es mejor cuando todas las etapas del organismo se encuentran presentes en el medio (nauplio, metanauplio, juvenil y adulto). Esto se debe principalmente a que si se tienen en un mismo cultivo individuos de una misma clase de edad, estos compiten entre si por el mismo recurso, mientras que en cultivos con presencia de todos los estadios, estos compiten, pero a un nivel diferente y por lo tanto, la lucha por el espacio y alimento, no se da con organismos del mismo tamaño.

CONCLUSIONES

  • No hubo sobrevivencia en todas las unidades experimentales

  • No se logro completar el ciclo biológico en ninguna de las unidades experimentales tan solo se logro llegar al estado de Metanauplio (con dos mamelones).

REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS

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Autor:

Gino Paoli Li Alfaro

Universidad Nacional de Trujillo

Facultad de Ciencias Biológicas

Escuela Académico Profesional de Pesquería


Partes: 1, 2


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