Manual de control de calidad en microbiología (página 2)

En el caso de investigar microorganismos
anaeróbicos, la biopsia y el aspirado con aguja, son las
muestras de elección. Los hisopos y sistemas tipo
Culturette son los menos deseables para este fin.

Nunca refrigere una muestra por
anaerobios.

• Coleccione un apropiado volumen de
  muestra.

Insuficiente material puede ser causa de
resultados falso-negativo.

procedencia, tipo de muestra, fecha de
colección e iniciales del funcionario que tomó la
muestra.

• Coloque la muestra en un receptáculo
  adecuado para su transporte
  con el fin de asegurar la sobre vivencia del posible agente
  infeccioso, evitar derrame del espécimen y mantener
  las medidas de bioseguridad apropiadas.

TRANSPORTE DE LA MUESTRA

• 1. La mayoría de las especies
  bacterianas son vulnerables a demoras en

su procesamiento, cambios de temperatura,
humedad, etc. Durante el transporte las bacterias de
rápido crecimiento, pueden crecer sobre los
patógenos más fastidiosos y de crecimiento lento o
con requerimientos especiales, por lo que es vital en el éxito
del cultivo que la muestra sea transportada y procesada con la
celeridad necesaria.

• 2. Todas las muestras deben ser enviadas
  inmediatamente al laboratorio después de colectadas. Se
  debe instruir al personal
  médico, de enfermería y mensajeros en la
  importancia de un transporte expedito de las muestras
  clínicas.

• 2. CRITERIOS DE RECHAZO DE MUESTRAS
  CLINICAS :

El personal del laboratorio debe tener siempre presente que
los especímenes clínicos que son enviados para su
evaluación, representan elementos de suma
importancia en la detección, evaluación y control de
enfermedades
potencialmente activas que aquejan al paciente y que la rapidez y
eficiencia con
que se logre obtener información de utilidad
clínica de las mismas, tendrá repercusiones
directas en la salud del paciente, el
manejo racional y adecuado de los recursos del
laboratorio, la seguridad del
resto de los pacientes y el personal que allí labora, el
control de los antibióticos, el tiempo de
hospitalización, disminución de costos de
operaciones y
en general la credibilidad del laboratorio y el hospital en
general.

Por todo lo anterior las muestras que son recibidas por el
laboratorio, deben ser apropiadamente colectadas, transportadas y
procesadas. Estas muestras deben representar la causa probable de
infección, de lo contrario el procesamiento y reporte de
muestras no adecuadas puede proveer información
equivocada, lo cual puede llevar a un mal diagnóstico y por consiguiente fallas en el
tratamiento que pueden poner en peligro la vida del paciente.
Si recibimos basuras, reportaremos basura !!

Consecuentemente, el laboratorio debe poner en
ejecución una política estricta de
aceptabilidad y rechazo de muestras clínicas.

Causales de rechazo de muestras clínicas :

• a) Muestras no rotuladas o sin
  identificación.

• b) Discrepancia en la identificación del
  paciente y la muestra.

• c) Inapropiado envase o inapropiado medio de
  transporte.

• d) Demora prolongada en enviar la muestra al
  laboratorio.

• e) Duplicación de muestra del mismo paciente
  dentro de 24h,

excepto sangre.

• f) No indicar tipo de muestra o procedencia.

• g) No indicar tipo de examen en la orden.

• h) Muestra con preservativos.

• i) Muestra derramada o rotura del envase.

• j) Hisopos secos.

• k) Un solo Culturette con múltiples
  ordenes.

• l) Muestra para anaerobios en envase inapropiado.

• m) Cultivo por anaerobios de muestras con flora
  anaeróbica normal.

• n) Frotis de Gram por N. gonorrhoeae de
  muestras de cérvix, vagina y cripta anal.

• o) Cultivo por anaerobios de orina colectada por
  vaciado directo.

• p) Orina colectada de la bolsa del
  catéter.

• q) Saliva.

• r) Frotis directo por Gram de hisopos.

• s) Volumen inadecuado.

j) Contaminación obvia de la muestra.

• 3. MUESTRAS DESAPROBADAS DEBIDO A SU
  CUSTIONABLE INFORMACION CLINICA :

• a) Hisopo superficial oral.

• b) Hisopo de decúbito.

• c) Hisopo de úlceras
  varicosas.

• d) Hisopo de lesión superficial
  gangrenosa.

• e) Contenido de vejiga.

• f) Vómito.

• g) Punta de catéter Foley.

• h) Descarga de colestomía.

• i) Loquios.

• j) Aspirado gástrico de
  recién nacido.

• k) Frotis faríngeo o nasal.

Muestras no adecuadas para cultivo por
anaerobios :

• a) Lavado bronquioalveolar
  desprotegido.

• b) Hisopo cervical.

• c) Aspirado endotraqueal.

• d) Loquios.

• e) Hisopo nasofaríngeo /
  Secreción faríngea.

• f) Líquido seminal o
  prostático.

• g) Esputo por expectoración o
  inducido.

• h) Heces o muestra rectal.

• i) Secreción uretral / hisopo
  vaginal o vulvar.

• j) Orina por vaciado directo o
  catéter.

4. PRIORIDAD DE LAS MUESTRAS :

Todas las muestras deben ser procesadas lo
más rápidamente posible al llegar al laboratorio.
Sin embargo, su manejo puede ser clasificado de la siguiente
manera, independientemente de su orden .

MUESTRAS URGENTES

• Sangre.

• LCR. ( Su estudio tiene Prioridad sobre
  cualquier otra muestra o trabajo
  ).

• Aspirado Transtraqueal

• Líquido pericardico.

• Líquido amniótico.

• Tracto respiratorio inferior.

• Muestras quirúrgicas de la sala de
  CIC.

• Líquido articular ( Artritis
  séptica ).

• Biopsia de Pulmón.

MUESTRAS DE RUTINA

• Boca.

• Líquido pleural.

• Quemaduras.

• Ocular.

• Orina.

• Genitales ( Mujer
  ).

• Muestras quirúrgicas.

• Líquido peritoneal.

MUESTRAS ELECTIVAS

• Líquido ascítico.

• Bilis.

• Líquido articular ( No artritis ).

• Líquidos intravenosos.

• Genitales ( Hombres ).

• Nasal.

• Oído.

• Nasofaríngeo.

• Rectal.

• Ulceras, vesículas.

• Piel.

• Post Mortem.

CONTROL DE
CALIDAD

• 1. CONTROL DE
  CALIDAD DE LOS MEDIOS DE
  CULTIVO:

• Los medios de cultivo deshidratados son
  higroscópico y la absorción de agua del
  exterior, así como la formación de agua dentro
  de la botella como consecuencia de las fluctuaciones de
  temperatura en el ambiente,
  favorecen el crecimiento bacteriano. Esto puede conducir al
  consumo de
  nutrientes, variaciones de Ph y
  cambios en el color del
  medio. Además la exposición a la luz puede
  llevar a importantes alteraciones en los constituyentes del
  medio de cultivo.

• Tomando en cuenta los factores antes
  señalados, los medios de cultivo deshidratados deben
  almacenarse siempre en lugares frescos, a temperatura
  ambiente y protegidos contra la humedad y la luz. La
  mayoría de los suplementos se guardan en refrigeración. Utilizando condiciones
  de almacenamiento adecuadas, los medios
  elaborados en polvo tienen una vida útil de al menos 3
  años. Algunos autores señalan que no es
  necesario el control de calidad de
  rutina de los medios comerciales en polvo, a menos que
  circunstancias durante su empleo lo
  sugieran. El material que ha sufrido cambios substanciales,
  tales como hidratación, endurecimiento y cambio de
  color, deben descartarse.

Se debe mantener un registro de cada
frasco de medio de cultivo deshidratado, con el nombre del
producto,
nombre y número telefónico de la casa proveedora,
número de control del frasco, fecha de recibo, fecha de
expiración, número de lote y fecha en que se
abrió el frasco.

• El grado de disolución de un medio
  deshidratado, así como la eficacia del
  mismo ya preparado, depende en gran medida del procedimiento
  empleado en la rehidratación. Se recomienda utilizar
  agua recién destilada o completamente desmineralizada
  y un erlenmeyer con capacidad del doble del medio que se
  quiere preparar. Si el medio va a distribuirse en tubos, debe
  agitarse constantemente para asegurar una adecuada
  homogenización al momento de servirlos.

d) Cuando se va a esterilizar, debe asegurarse en
seguir las instrucciones de

tiempo, presión y
temperatura para la obtención de medios de cultivo
óptimos.

Una temperatura de 121 °C , presión de
15 libras y un tiempo de esterilización

de 15 minutos, son suficientes para la
mayoría de los medios. Si no se dispone

de autoclave, es posible esterilizar en marmita
de vapor a 100 °C por 30 mts.

En tal caso la esterilización debe
repetirse durante 3 días consecutivos.

5) El medio esterilizado debe ser enfriado a
45°-60°C en un baño maría, para

evitar la formación de agua de
condensación. Al ser vertidos en las placas Petri,

evitar la formación de burbujas y
coágulos. Durante el proceso de
servida, debe

tomarse una muestra del medio para realizar el
control de calidad por esterilidad

y eficiencia.

• 6)  El medio de cultivo reconstituido
  tiene una vida útil limitada. Si no se emplea

de inmediato, debe almacenarse bajo condiciones
apropiadas para garantizar su

utilidad durante un periodo de tiempo.

El almacenamiento a 4°C es el mejor para la
mayoría de los medios,

sin embargo, aquellos que contienen Tioglicolato,
deben guardarse a

temperatura ambiente.

• 7) Los medios deben mantenerse
  preferiblemente en sitios oscuros, ya que la luz puede
  afectar algunos de sus componentes. Para evitar la
  desecación se aconseja que se guarden en bolsas
  plásticas bien cerradas. Las placas Petri almacenadas
  así, deben mantenerse con el fondo hacia arriba.

• 8) Dado que los medios almacenados en
  refrigeración, cuando pasan a temperatura ambiente
  tienden a formar agua de condensación en la
  superficie, se recomienda poner los platos Petri en la
  incubadora a 35°C por 2 horas, colocándolos con el
  fondo hacia arriba para obtener una superficie seca. Esto es
  particularmente importante para que el agua no
  afecte la individualidad de las colonias en el

aislamiento o en los casos de pruebas de
sensibilidad a los antibióticos en los

que el exceso de agua puede afectar la
dilución de las colonias y por ende la

lectura del halo de inhibición.

• 9) Cada lote preparado de medio de
  cultivo se prueba antes de su uso rutinario, por

eficiencia o calidad, mediante la
inoculación de microorganismos cuyo

comportamiento conocemos, tanto para reacciones
positivas como negativas.

Puede utilizarse para ello cepas bacterianas
domésticas o cepas control

comerciales ( ATCC ).

Se debe guardar un libro de
registro de los resultados obtenidos.

• 10) Evite el congelamiento de los medios
  preparados o la sangre de carnero.

• 11) Al colocar en la refrigeradora los
  medios preparados, debe colocar los de más reciente
  preparación al fondo y los mas viejos adelante.

• 12) Rotular todos los medios preparados,
  tanto en platos Petri como en tubos, indicando además,
  la fecha de preparación y expiración.

PRUEBAS BASICAS DE CONTROL DE CALIDAD DE
MEDIOS PREPARADOS:

• (a) Ph

• (b) Esterilidad

• (c) Capacidad de crecimiento y
  reacción

• (d) Estabilidad

CRITERIOS DE CALIDAD DE LOS MEDIOS
PREPARADOS:

• (a) Rajadura del plato o envase.

• (b) Rajadura en la superficie del
  medio.

• (c) Variaciones en el volumen del
  medio.

• (d) Hemólisis.

• (e) Cristales en el medio.

• (f) Presencia de burbujas.

• (g) Presencia de coágulos.

• (h) Cambio de color normal.

• (i) Contaminación.

• (j) Falla en la inhibición de
  microorganismos saprófitos.

FALLAS Y CAUSAS EN LA PREPARACION DE MEDIOS
DE CULTIVO :

Valor de Ph incorrecto:

• Medir el Ph por encima de los 25°C.

• Sobrecalentamiento en la
  esterilización, vuelta a fundir o calentamiento
  prolongado

a 50°C.

• Solución incompleta del medio.

• Mala calidad del agua.

• Recipiente mal lavado o con residuos
  químicos.

• Mala conservación del medio
  deshidratado o vencido.

Turbidéz o precipitación
:

• Mala calidad del agua.

• Sobrecalentamiento.

• Ph incorrecto.

• Solución incompleta.

Oscurecimiento :

• Sobrecalentamiento.

• Solución incompleta.

• Alteración del Ph.

Gel blando :

• Bajo porcentaje de agar en el medio.

• Errores en la pesada del medio deshidratado o
  en los suplementos.

• Sobrecalentamiento.

• Mala homogenización del medio.

• Exceso de agua.

Crecimiento bacteriano pobre :

• Exceso de calentamiento.

• Substancias inhibidoras en el agua o en el
  recipiente.

• Alteración en el Ph.

EVALUACION DE LA EFICIENCIA DE LOS MEDIOS DE
CULTIVO

PREPARADOS :

MEDIO DE CULTIVO ORGANISMO CONTROL REACCION
ESPERADA

TSI E. coli ácido/ácido

TSI Shigella flexneri alcalino/ácido

TSI Pseudomona aeruginosa alcalino/alcalino

SIM Proteus mirabilis movilidad positiva

SIM K. Pneumoniae movilidad negativa

Citrato de Simmons K.pneumoniae color azul.
Crece

Citrato de Simmons E. coli color verde. No
crece.

Caldo de urea Proteus mirabilis Rojo-Morado.
Positivo.

Caldo de urea E. coli color Naranja.
Negativo.

Agar sangre Estr.Betahem.Grupo B Crece.
Betahemólisis.

Agar sangre S. pneumoniae Crece.
Alfahemólisis.

Agar sangre K.pneumoniae Crece. No
hemolítico.

McConkey E. coli Crece. Colonias moradas.

McConkey Proteus sp Crece. Colonias claras.

McConkey Estafilococos No crece.

McConkey Sorbitol E.coli 0157:h7 Colonias claras.
Sorbitol negativo

McConkey Sorbitol Proteus sp Colonias claras.
Sorbitol negativo

McConkey Sorbitol Klebsiella sp Colonias rosadas.
Sorbitol positivo

EMB E. coli Brillo metálico

EMB Proteus colonias Claras

Manitol Sal Estafilococos Colonias amarillas

Manitol Sal E. coli No crece.

SS agar Salmonella sp Crece. Colonias claras con
H2S

MEDIO DE CULTIVO ORGANISMO CONTROL REACCION
ESPERADA

SS agar E. coli No crece.

Agar alcohol-fenil
etílico Estafilococos Crece.

Agar alcohol-fenil etílico E. coli No
crece.

Thayer-Martin N. Gonorrhoeae Crece.

Thayer-Martin E. coli No crece.

OF – medio E. coli Amarillo ambos tubos.
Fermentador

OF – medio Pseudomona sp Un tubo amarillo.
Oxidativo

OF – medio Moraxella sp Ningún tubo
amarillo. Inerte

Lysina decarboxylasa Citrobacter
freundii alcalino/ácido H2S +

Lysina decarboxylasa Proteus vulgaris
Rojo/ácido H2S –

Lysina decarboxylasa Salmonella arizonae
Alcalino/alcalino H2S +

Bili-Esculina Streptococcus mitis
Incoloro

Bili-Esculina Enterococcus faecalis
Negro

Caldo Malonato Klebsiella pneumoniae
Azul

Caldo Malonato E. coli No cambia el
color

NaCl 6.5% Streptococcus mitis No
crece

NaCl 6.5% Enterococcus faecalis
Crece

Sabouraud-Dextrosa agar Levaduras Crece

Sabouraud-Dextrosa agar Dermatofitos Crece

Sabouraud-Dextrosa agar Estafilococos Crece

Mycosel agar Levaduras Crece

Tioglicolato Flora mixta Crece

Selenita Flora mixta Crece en menos de 24h

Caldo Cerebro–Corazón
Flora mixta Crece

2. CONTROL DE CALIDAD DE LOS SUPLEMENTOS
:

• 1. Es importante tener en cuenta que los
  suplementos de los medios de cultivo,

pudieran confrontar problemas de
eficiencia o inhibición, ya que como todo

producto pudiera no haber sido almacenado y/o
transportado adecuadamente.

Solo el uso rutinario de los medios de cultivo
preparados con éstos

suplementos, pudieran darnos la alarma de
problemas en los mismos.

• 2. Muchos suplementos son sensibles al
  calor, por
  ello se añaden al medio después de la
  esterilización para evitar su deterioro.

• 3. Los medios preparados con la mezcla
  inhibidora VCN , deben ser utilizados

dentro de los 8 días siguientes a su
preparación ya que la eficacia de la mezcla

decrece muy rápidamente. La misma
advertencia es aplicable a los frascos de

VCN rehidratados, por lo que conviene guardarlos
congelados si no se va a

usar de inmediato. No sobrepasar los 15
días,

• 4. En el caso de la sangre de
  carnero para la preparación del agar sangre,
  es

Importante cada vez que se reciba un nuevo lote,
anotar su apariencia, observar por presencia de coágulos,
hemólisis, número de lote, fecha de recibo y
expiración, hacerle una determinación de
hemoglobina, la cual debe medir entre los 13.0 – 15.0 g/dl, y por
supuesto se debe tomar con una jeringuilla una pequeña
muestra del vial para sembrarla en agar sangre y tioglicolato
para determinar su esterilidad. Los laboratorios que cuenten con
los Sistemas Computarizados para hemocultivos, como BacT/alert y
Bactec, pueden utilizar sus frascos para analizar la esterilidad
de la sangre de carnero, utilizando de 2.0 a 3.0 ml de sangre e
incubar por 48 horas. También se debe examinar el agar
sangre preparado con sangre de carnero, por adecuada
formación de hemólisis, especialmente utilizando
Estreptococos hemolíticos.

3. CONTROL DE CALIDAD DE REACTIVOS :

Un elemento fundamental en el trabajo
diario del laboratorio, lo constituyen los reactivos, tanto
comerciales como de preparación doméstica, que son
utilizados en la caracterización de microorganismos. Estos
reactivos merecen una especial atención, toda vez que fallas en su
funcionamiento pueden generar en identificaciones
equivocadas.

Es recomendable que los reactivos comerciales
sean examinados inmediatamente cuando se abre un nuevo lote o
vial y llevar un registro de su funcionamiento.

REACTIVO MICROORGANISMO
REACCION ESPERADA

Coagulasa Staphylococcus aureus
Coágulo. Coagulasa positiva

Coagulasa Cepa ATCC Coágulo. Coagulasa
positiva

Coagulasa Stafilococcus epidermidis
Inerte. Coagulasa negativa

Oxidasa Pseudomona aeruginosa Negro.
Oxidasa positiva

Oxidasa E. coli Inerte. Oxidasa
negativa

Catalasa Staphylococcus sp Burbujas.
Catalasa positiva

Catalasa Streptococcus sp Inerte .
Catalasa negativa

Betalactamasa S. aureus ATCC 29213 Rojo.
Positiva

Betalactamasa H. influenzae ATCC 10211
Inerte. Negativa

Optoquina S. pneumoniae Halo de >/=
12 mm

ONPG E. coli Amarillo. Positivo

ONPG Proteus sp Incoloro. Negativo

Ehrlich E. coli Anillo rojo. Indol
positivo

Ehrlich K .pneumoniae Incoloro. Indol
negativo

Cloruro férrico Proteus sp Verde.
Fenilalanina positivo

Cloruro férrico E. coli Incoloro.
Fenilalanina negativo

Sobres de Anaerobiosis Bacteroides sp
Crecimiento en Anaerobiosis

Suero para tubos germinales Candida
albicans Tubos germinales positivo

• 4. CONTROL DE CALIDAD DE LOS TINTES
  :

La clasificación correcta de las
bacterias, de acuerdo a las reacciones con

las substancias químicas, dependen de la
pureza, reactividad y estabilidad de los reactivos. La
concentración de las soluciones por
efecto de la evaporación de los solventes o las
variaciones introducidas en los métodos
recomendados, puede afectar los resultados de modo adverso. Este
es el caso de las tinciones para diferenciar bacterias por su
reacción al Gram y la morfología
bacteriana, tintes para cápsulas, esporas, etc.

El control de calidad de éstos tintes debe
realizarse primero con cada nuevo lote preparado; luego basta con
un control cada semana para mantener un grado de seguridad
apropiado en su uso.

En el caso de la tinción de Gram, sin
lugar a dudas una de las herramientas
más importantes del microbiólogo, se recomienda
tener especial cuidado con la mezcla de alcohol-acetona para
decolorar la placa. Es posiblemente éste reactivo el que
produce mayores problemas ya sea por decoloración excesiva
o por débil decoloración de los microorganismos. Es
también la etapa de la Tinción de Gram en la que el
tiempo de exposición es más determinante.

Para facilitar el control de los tintes, se
recomienda preparar placas con microorganismos aislados en el
trabajo rutinario, utilizando cepas frescas, tomando en cuenta
aquellos que pudieran ser más útiles según
la tinción a evaluar.

Algunos ejemplos son :

TINCION MICROORGANISMO REACCION ESPERADA

Gram Estafilococo sp Morado.
Gram-Positivo.

Gram E. coli Rosado. Gram-Negativo.

Gram Mezcla de ambos Mezcla de ambas colores.

Zielh-Neelsen Mycobacterium sp Rosadas.
BAAR positivo

Zielh-Neelsen E. coli Azul. BAAR
negativas.

Kellung S. pneumoniae Detección
de cápsula positiva

Kellung E. coli Detección de
cápsula negativa

ALGUNAS CAUSAS DE ERROR DURANTE LA TINCION
:

Verde malaquita Clostridium sp Espora de
color verde.

Resto de la célula
rosada.

Verde malaquita E. coli Célula
completa rosada.

• 1. El Violeta Cristal tiende a hacer
  precipitación, lo cual puede ser causa de observación de estructuras en el frotis. Si se observa
  precipitación, proceda a filtrar el tinte.

• 2. La evaporación puede ser causa
  de mal funcionamiento de los tintes.

• 3. Las placas que no han sido
  previamente limpiadas o con restos de grasa, pueden ser causa
  de mala fijación de la muestra / tinción.

• 4. Sobrecalentamiento de la placa
  durante la fijación. El exceso de calor provoca un
  daño físico en la pared celular
  de las bacterias que puede afectar la retención de los
  colorantes.

• 5. Lavado muy fuerte de la placa durante
  la tinción.

• 6. Proporción no adecuada de los
  componentes de la tinción.

• 7. Algunos tintes como Safranina y
  Fucsina básica pueden contaminarse. Si se sospecha
  esto , cultive 1 ml en Tioglicolato, o descarte el tinte.

• 8. La tinción de Zielh-Neelsen
  tiene sus limitaciones en cuanto a no ser específica
  para micobacterias y su baja sensibilidad, ya que el nivel de
  detección es de 5,000 a 10,000 bacilos por mililitro
  de esputo. Esto debe ser tenido en cuenta al evaluar una
  placa.

• 9. Una Cepa Control positiva, debe ser
  teñida cada vez que un nuevo lote de tintes para
  Zielh-Neelsen es preparado y cuando se reciba un nuevo pedido
  de tintes y reactivos. Se puede utilizar la cepa de
  Mycobacterium tuberculosis ATCC 25177 como control
  positivo.

• 5. CONTROL DE CALIDAD DE ANTISUEROS
  :

El mundo de la microbiología ha sido inundado cada vez
más por productos
comerciales hechos con el objetivo de
detectar agentes etiológicos de enfermedades en el menor
tiempo posible, con el mayor grado de especificidad ,
sensibilidad y algunos de ellos con la intención de
eliminar el cultivo bacteriano como única forma
diagnóstica. Estos sistemas actúan algunos con solo
la muestra del paciente y otros requieren de la cepa aislada o
detectan sus metabolitos. Estos sistemas se han convertido en un
arma imprescindible para el microbiólogo y en muchos casos
dan confianza en la seguridad del diagnóstico y en otras
se utilizan en la detección de microorganismos
difíciles de cultivar.

Estos productos para la detección directa
del espécimen o la cepa bacteriana, son considerados
exámenes bacterianos y no test
serológicos. En forma general éstos kit deben ser
probados cada vez que se recibe un nuevo lote y cada vez que se
utilicen, se le deben correr sus controles positivo y negativo
que vienen con cada kit.

CONSIDERACIONES GENERALES EN EL USO DE
ANTISUEROS :

• 1) Los sistemas son para uso exclusivo
  de diagnóstico in vitro.

• 2) Conservar todos los reactivos en
  refrigeración.

• 3) Colocar la fecha en que se abre el
  kit.

• 4) No congelar los reactivos.

• 5) No utilizar los reactivos si se
  sospecha deterioro de los mismos, tales como si se observa
  cambio de color, autoaglutinación en el envase, no
  producen la reacción esperada con los controles
  respectivos, reactivos contaminados o con signos de
  evaporación.

• 6) El personal de laboratorio
  calificado, debe utilizar las técnicas asépticas y las
  precauciones habituales para protegerse de los agentes
  infecciosos.

• 7) Nunca pipetear con la boca las
  muestras y/o los reactivos.

• 8) No utilizar reactivos de lotes
  diferentes.

• 9) No utilizar los reactivos
  después de la fecha de caducidad.

• 10) Después de sacar los
  reactivos de la refrigeradora, dejarlos a temperatura
  ambiente antes de utilizar.

• 11) Todos los productos inoculados deben
  ser considerados como potencialmente infecciosos.

• 12) No volver a utilizar las tarjetas
  desechables , después de haber sido utilizadas.

• 13) Algunas pruebas deben estar
  precedidas por su apropiado cultivo, aislamiento y pruebas
  bioquímicas preliminares, antes de realizar
  métodos serológicos y una identificación
  final.

• 14) Al terminar la prueba, todo el
  material sucio y productos inoculados deben ser sometidos a
  esterilización por autoclave, incinerados o sumergidos
  en un desinfectante germicida adecuado, antes de su
  eliminación.

• 15) La interpretación de los resultados debe
  ser hecha por personal calificado, que tomará en
  cuenta el contexto clínico, el origen de la muestra,
  los aspectos macro y microscópico y su
  experiencia.

Aglutinación por Antígenos de Estreptococos :

• Un test positivo está indicado por la
  aparición de una aglutinación nítida de
  látex en 2 minutos en un círculo, lo cual
  permite la identificación de grupo.

• No tomar en cuenta las aglutinaciones
  débiles que pudieran aparecer en otros
  círculos.

• Una aglutinación intensa en varias
  suspensiones de látex, representa una mezcla de
  grupos o una
  cepa autoaglutinable. Volver a hacer el aislamiento de la
  colonia y el test de látex.

• Una vez a la semana verificar la reactividad
  de las suspensiones bacterianas. Para ello seguir la
  técnica y reemplazar la cepa a analizar , por el
  control positivo. Debe aparecer una aglutinación en
  cada suspensión látex.

• También la especificidad del test se
  puede analizar utilizando cepas control como el
  Streptococcus pyogenes ATCC 19615 ó seguir la
  técnica sin emulsionar colonias en la enzima de
  extracción, o mezclar los reactivos de látex
  con una gota de NaCl 0.15 mol/l. No debe aparecer
  aglutinación en las suspensiones de látex.

• Pueden aparecer resultados falsamente
  negativos si se estudia una cantidad insuficiente de
  colonias

• Cuando se utiliza el método de detección directa de
  antígenos en el tracto respiratorio superior, hay que
  tener en cuenta la baja sensibilidad del test, por lo que
  todo resultado negativo debe ser seguido por su
  correspondiente cultivo para verificar.

17) Detección de antígenos
asociados a meningitis bacteriana :

• El antígeno de N.meningitidis
  grupo B es más difícil de detectar, ya que
  está relacionado estructural e inmunologicamente con
  el antígeno de E.coli K1. Por ello una
  reacción positiva con éste antisuero en LCR de
  recién nacido o prematuro, indica en la mayoría
  de los casos la presencia de E.coli K1. En un sujeto
  de más edad, si puede indicar la presencia de N.
  meningitidis grupo B.

• La sensibilidad de éste látex
  de aglutinación tiene un rango entre 65% para S.
  pneumoniae y 95% para H. influenzae.

• Como otras pruebas de látex, un
  valor
  positivo depende del nivel de antígenos detectable.
  Este es un test de descarte, que no reemplaza al cultivo.

• Cada laboratorio debe evaluar la
  sensibilidad, especificidad y valor predecible para su
  población de pacientes.

18) Aglutinación por Salmonella sp
:

• Sea estricto en el tiempo de la
  reacción.

• Miembros del grupo Salmonella están
  antigenicamente relacionados a

Citrobacter y Arizona. Antígenos de
éstos microorganismos tienen similar fórmula
antigénica, por lo que puede haber reacciones
cruzadas.

Por esto es importante que la prueba de
aglutinación por Salmonella solo se realice a aquellas
cepas que muestran patrón bioquímico del género
Salmonella.

6. CONTROL DE CALIDAD DE LA PRUEBA DE
SENSIBILIDAD

A LOS ANTIBIÓTICOS MEDIANTE
DISCO:

Hemos querido resaltar los aspectos de control de
calidad de la prueba de sensibilidad a los antibióticos
por difusión simple en agar, utilizando discos de
sensibilidad, ya que es la prueba de mayor utilidad en nuestro
medio.

Es importante tener presente que ésta
prueba a sido designada exclusivamente para examinar
microorganismos de rápido crecimiento, utilizando la
normativa

del Clinical and Laboratory Standards Institute (
Antes NCCLS ) CLSI M100-S16 – 2006, vol.26, No.
3.

El método de difusión simple en
agar es sin lugar a dudas el sistema de mayor
uso para la realización de la sensibilidad bacteriana. Hay
que tener en cuenta el gran valor de ésta prueba en la
detección temprana de multiresistencia, escogencia y
valoración de un antibiótico frente a un
microorganismos patógeno, protección de
infección, estudios epidemiológicos, etc .

La prueba de sensibilidad a los
antibióticos consta de varios elementos que deben ser
tenidos en cuenta: El medio de cultivo, inoculo,
incubación, lectura e
interpretación y el reporte.

La NCCLS establece que "El control de calidad de
las pruebas de susceptibilidad con cepas ATCC no garantiza la
precisión de los resultados en cepas aisladas de
pacientes: es importante revisar los resultados obtenidos frente
a cada antimicrobiano antes de informar". Por tanto hay que
revisar :

1. Los resultados corresponden a lo esperado para
la bacteria en estudio.

2. Los resultados de las drogas
pertenecientes a un grupo siguen el

Comportamiento establecido (Ej: Cefalosporina de
3ª > Cefalosporina de 1ª

frente a Enterobacterias).

• 3. La bacteria es sensible a los
  antibióticos frente a los cuales no se ha

documentado resistencia.

a) Control de calidad del medio de
cultivo:

• 1. Utilizar agar de Mueller-Hinton.

• 2. La calidad del agua es determinante,
  ya que la misma debe estar libre de iones metálicos.
  Las variaciones de cationes divalentes, principalmente

calcio y magnesio, afectará los resultados
con aminoglicósidos, tetraciclina y colistina, cuando se
prueban ante cepas de Ps. Aeruginosa. Un contenido excesivo en
catión, reducirá la zona de inhibición,
mientras que un escaso contenido en catión, puede dar un
inaceptable aumento en el tamaño de la zona.

• 3. Servir en platos Petri grandes de 150
  x 15 mm preferiblemente o

100 x 15 mm, con una profundidad de 4 a 5 mm

• 4. Aproximadamente se utilizan 25 cc
  para platos de 100 mm y 60 cc para

platos de 150 mm.

5. Volúmenes mayores de medio provocan
disminución en el tamaño del

halo de inhibición, y volúmenes
menores halos más pequeños.

6. Se deben seguir las normas generales
establecidas para almacenamiento

del medio de cultivo.

7. Los platos Petri deben ser colocados en la
incubadora para secarlos de

restos de agua producto de la
condensación, antes de ser utilizados para

no diluir el inoculo bacteriano.

• b) Control de calidad de los discos
  de sensibilidad:

Las metas de un programa de
control de calidad van destinadas a monitorear:

La precisión y exactitud del procedimiento
de la prueba de susceptibilidad, el comportamiento
de los reactivos utilizados en la prueba y la actuación de
las personas que llevan a cabo las pruebas y sus resultados.

• 1. Los discos deben ser almacenados a un
  temperatura entre –20 y +8°C.

Algunos discos, especialmente los de
antibióticos ß-lactámicos deben guardarse
congelados a -20°C. Solo los viales en uso deben mantenerse a
temperatura de refrigeración.

• 2. Al sacarlos de la refrigeradora para
  su uso, espere a que los viales

alcancen la temperatura ambiente por 1 a 2
horas.

• 3. Siempre utilice primero los viales
  con fecha de caducidad más próxima.

• 4. Siempre que un cartucho a sido
  extraido del paquete, éste debe guardarse en un
  desecador que cierre perfectamente.

• 5. Cuando se utilice el aparato
  dispensador que contiene los discos deberá mantenerse
  siempre refrigerado.

• 6. Los discos son colocados en el medio
  a una distancia de más de 24 mm del centro de uno al
  centro del otro. En todo caso no colocar más de 12
  discos en una placa de 150 mm, ni más de 5 discos
  sobre la placa de

100 mm.

• 7. Procurar no colocar discos de
  antibióticos bactericidas ( Ej. Penicilina,

Cefalosporinas, Aminoglicósidos,
Vancomicina ) al lado de antibióticos
bacteriostáticos ( Ej. Cloranfenicol, Tetraciclina,
Sulfonamidas ) para evitar el antagonismo antibiótico.

• 8. Colocar las placas en la incubadora
  dentro de los 15 primeros minutos

después de su aplicación.

• 9. Para verificar el estado
  de los discos de sensibilidad, utilice cepas control ATCC,
  las cuales son seleccionadas por su estabilidad genética y por su utilidad en el
  método utilizado. Estas cepas se corren como una
  muestra más y se correlaciona el tamaño de los
  halos de inhibición con las medidas expresadas en los
  Manuales
  NCCLS M2-A6.

Entre las cepas ATCC ( American Type Culture
Collection ) recomendadas están:

Streptococcus pneumoniae ATCC 49619

Haemophilus influenzae ATCC 49247 y
49766

Neisseria gonorrhoeae ATCC 49226

Escherichia coli ATCC 25922 y 35218

( La E coli 35218 como organismo de
control para combinaciones con inhibidor de betalactamasa, como
aquellos que contienen ácido clavulánico, sulbactam
o tazobactam ).

Staphylococcus aureus ATCC 25923 y
29213

Pseudomona aeruginosa ATCC 27853

Enterococcus faecalis ATCC 29212

( Para ser utilizado con discos de alto contenido
de Aminoglicósidos ).

• c) Factores que influyen en la prueba
  de sensibilidad antibiótica por el método de
  difusión en agar

Los resultados de una prueba de sensibilidad a
los antibióticos por el método de la
difusión del disco pueden ser influenciados por una gran
cantidad de variables.
Algunos de los factores, tales como la densidad del
inóculo y la temperatura de la incubación son
fáciles de controlar, pero el laboratorio debe estar al
tanto de otras variables que pueden afectar el resultado. Todo lo
anterior justifica un estricto control de calidad, el cual debe
ser parte del procedimiento rutinario del laboratorio.

d) EL ESTANDAR McFARLAND :

• La densidad de la turbidez del
  Estándar McFarland deberá ser verificada
  utilizando un espectrofotómetro con dirección de luz de 1 cm y cubetas
  adecuadas para determinar absorbancia. Para realizar el
  control de un estándar McFarland de 0.5 , la
  absorbancia deberá leer entre 0.08 a 0.10

a una longitud de onda de 625 nm.

• La suspensión de Sulfato de Bario
  deberá transferirse en alícuotas de 4 a 6 ml
  dentro de tubos con rosca. Estos tubos deberán
  guardarse a temperatura ambiente en un lugar fresco y
  oscuro.

• Antes de ser usados, los patrones
  deberán agitarse para una adecuada
  homogenización.

• Mensualmente los patrones son descartados y
  vueltos a preparar, o en su defecto se debe comprobar su
  densidad.

e) Control de calidad de la lectura e
interpretación:

• 1. Cuando se va a determinar la
  sensibilidad del S. Pneumoniae a la

Penicilina, utilizar un disco de Oxacilina de 1
&µg.

Las cepas de S. Pneumoniae con zonas de
Oxacilina de >/- a 20 mm

son susceptibles a penicilina ( CIM </- 0.06
&µg/ml ).

• 2. Las pruebas para detectar
  Estafilococos Meticilina Resistentes

( MRSA), deben incubarse a 35° C por 24 horas
exactas.

• 3. Todo caso de Estafilococo resistente
  a la Vancomicina, debe ser

confirmado, enviado a un laboratorio de
referencia e informar a las

Autoridades de Salud Pública.

• 4. Cuando se trata de Sulfonamidas, los
  microorganismos deben desarrollarse por varias generaciones
  antes de que ocurra inhibición, por lo que se hace
  caso omiso del crecimiento leve, al igual que de un vestigio
  de proliferación dentro del halo de
  inhibición.

• 5. La prueba de la betalactamasa predice
  la resistencia a la Penicilina, Ampicilina y Amoxicilina.

• 6. Las cefalosporinas pueden aparecer
  activas in vitro contra Listeria sp, pero
  no son efectivas clínicamente y no deben ser
  informadas como susceptibles.

• 7. Los Enterococos sp las
  cefalosporinas, los aminoglicósido ( Excepto por
  resistencia de nivel alto ), Trimethoprim/sulfametoxazole y
  la Clindamycina, pueden aparecer activos
  in vitro pero no son efectivos clínicamente y
  éstas cepas no deben informarse como susceptibles.

• 8. La susceptibilidad y resistencia a
  Azitromicina, Claritromicina y Diritromicina puede ser
  interferida por la prueba de Eritromicina.

• 9. Para control de calidad de cepas de
  Estafilococos aureus VISA/VRSA utilizar las siguientes cepas
  control :

E. faecalis ATCC 29212 Control sensible

E. faecalis ATCC 51299 Control resistente

Causas habituales de error en la prueba con
disco:

• Error administrativo en la
  transcripción de los datos del
  control de calidad.

• Lectura errónea al medir el
  diámetro de la zona.

• Contaminación u otros cambios en la
  cepa control.

• Suspensión del inóculo
  demasiado fuerte o demasiado débil.

• Mala agitación del estándar
  McFarland o estándar dañado.

• Incorrecta temperatura, tiempo o atmósfera de incubación.

• Perdida de la potencia
  del disco durante su transporte, su manejo o su almacenaje en
  el laboratorio.

f) INTERPRETACIÓN DEL ANTIBIOGRAMA EN
BASE A LAS RECOMENDACIONES DEL CLSI M100-S15 –S16, DEL 2005
y 2006 :

• Cepas de Salmonella sensibles a las
  Fluoroquinolonas

( Ciprofloxacina, Levofloxacina y Norfloxacina,
etc ) que son

resistentes al Acido Nalidíxico, pueden
estar asociados a fallas

clínicas o demora en la respuesta en
pacientes con salmonellosis

extraintestinal.

• Los aislamientos de Salmonella sp
  extraintestinal deben ser examinados y reportados por Acido
  Nalidíxico, Cloranfenicol y cefalosporinas de 3ª
  generación

• Los aislamientos de Salmonella aislados de
  sitios estériles con MIC a la Ciprofloxacina de = a
  0.125 &µg/ml ó resistentes al Acido
  Nalidíxico, deben ser considerados con reducida
  sensibilidad a la Fluoroquinolona, y el médico debe
  ser notificado de fallas clínicas o demora en la
  respuesta en el tratamiento de la infección.

• Los aislamientos de Salmonella sp y Shigella
  sp en heces, deben ser examinados solo por Ampicilina,
  quinolonas y Trimetho-Sulfa y reportados rutinariamente.

• Realizar la prueba de D-Test a los
  Staphylococcus que son resistentes a la Eritromicina y
  Sensibles a la Clindamicina. Para ello Se utiliza un disco de
  Eritromicina de 15 &µg y otro de Clindamicina de 2
  &µg. El achatamiento del halo de inhibición
  de la vancomicina frente al disco de eritromicina, da
  positiva la prueba. El test es aceptable para todos los
  Estafilococos , incluyendo los Oxacilina sensibles o
  resistentes.

• La sensibilidad a la Ampicilina por el
  Enterococcus faecalis, puede ser usada para predecir la
  sensibilidad al Imipenem.

• En caso de ser requerido por el
  clínico, el E. faecalis Ampicilina sensible
  es Imipenem sensible.

• La resistencia mediada por mecA puede ser
  heterogenea en su expresión y dar valores en
  la categoría de sensible, siendo resistente. Por lo
  anterior, cuando se utiliza el método de
  difusión simple en agar, es posible utilizar el disco
  de Cefoxitina de 30 &µg y sus puntos de corte, para
  predecir la resistencia a la Oxacilina mediada por mecA. En
  el resultado reportar como Oxacilina, no como Cefoxitina.
  Cuando se utiliza determinación de CIM , continuar
  utilizando oxacilina y sus puntos de corte.

• Puntos de corte para la detección de
  mecA en Estafilococos :

S. aureus R = = 19 mm S = = 20 mm

S. Lugdunensis R = = 19 mm S = = 20 mm

Estafilococos coagulasa negativa R = =24 mm S = =
25 mm

Nota : Reportar como Oxacilina sensible o
resistente.

• Para el caso de los Estafilococos coagulasa
  negativa, los puntos de corte para oxacilina (R, I, S) se
  correlacionan bien con la presencia o ausencia del gen mecA
  sólo en S. epidermidis. En otras especies de
  SCoN (ej: S. lugdunensis, S. saprophyticus) los
  puntos de corte actuales pueden inducir a error haciendo que
  cepas S (sin mecA) aparezcan como R.

• No informar los siguientes
  antibióticos en cepas aisladas de LCR porque pueden
  ser clínicamente inefectivas : antimicrobianos
  exclusivos de vía oral, cefalosporinas de 1ª y
  2ª generación, clindamicina, macrólidos,
  tetraciclinas y fluoroquinolonas.

• El antibiograma del Haemophilus sp solo
  está estandarizado con el medio de HTM.

• En Haemophilus, las cepas resistentes a
  Ampicilina no productoras de betalactamasa ( raras ), deben
  ser consideradas resistentes a Amoxicilina/Acido
  clavulánico, Ampicilina/Sulbactam y
  Piperacilina/Tazobactam.

• Enviar toda cepa de S. aureus con
  CIM a la Vancomicina = 4 (g/ml al laboratorio de
  referencia.

• Hacer CIM a S. aureus con halo de
  Vancomicina de =14 mm y enviar al laboratorio de
  referencia.

• En sensibilidad de S. aureus frente
  a la Vancomicina utilizar estos puntos de corte :

VSSA = = 4 (g/ml. VISA = 8-16 (g/ml VRSA = =32
(g/ml

15. Puntos de corte para B. Cepacia a la
Ceftazidina ( CIM ) :

R = =4 (g/ml I = 15-17 (g/ml S = =18 (g/ml

16. Puntos de corte para S. maltophilia y B.
cepacia a Minociclina

(CIM ): R = = 14 (g/ml I = 15-18 (g/ml S = = 19
(g/ml

17. Punto de corte para el S. aureus
frente a la Vancomicina (CIM )

CLSI S = = 2(g/ml I = 4 – 8 (g/ml R = = 16
(g/ml

FDA S = = 4(g/ml I = 8 – 16 (g/ml R
= = 32 (g/ml

No hay cambios para método de
difusión.

No hay cambios para

Estafilococos coagulasa negativa.

• 18. Rango de temperatura de
  incubación para todas las bacterias, excepto
  Estafilococos y N. gonorrhoeae : 35º C +/-
  2º C.

Temperaturas arriba de 35º C podrían
no detectar Estafilococos meticilina resistentes.

• 19. Al reportar Salmonellas y Shigellas,
  no reportar aminoglicósidos, cefalosporinas de 1ª
  y 2ª generación y Cefamicina, ya que pueden
  aparecer efectivos in vitro , pero no en la
  clínica, por lo que no deben ser reportados como
  sensibles.

• 20. Las cepas de Proteus
  mirabilis con las siguientes lecturas de sensibilidad,
  han de ser consideradas ESBL positivas :

Droga Halo (mm) CIM ((g/ml )

Ceftazidina = 22 > 1

Cefotaxime = 27 > 1

• 21. Puntos de corte para Polimixina B y
  Colistin frente a

Acinetobacter sp : S = = 2 (g/ml R= = 4
(g/ml.

• 22. Drogas
  para test de difusión en agar de N.
  meningitidis :

Penicilina, Ampicilina, Cefotaxime, Ceftriaxone,
Meropenem,

Cloranfenicol.

• 23. Cepas ATCC recomendadas para control
  de calidad de

S. Maltophilia :

E. coli ATCC 25922

Ps. Aeruginosa ATCC 27853

E. coli ATCC 35218 ( Betalactamasa
).

• 24. CIM para S. maltophilia en
  sangre :

Droga CIM ( (g/ml )

Ceftazidina 32 ( R )

Levofloxacina 2 ( S )

Minocyclina 1 ( S )

Ticarcilina/A. Clavul. 16 ( S)

Trimeth-Sulfa. 0.5/9.5 ( S )

• 25. Cualquier reporte de aislamiento de
  cepas VISA / VRSA , se recomienda informar al CDC a la
  dirección : search[arroba]cdc.gov

Verificación de antibiogramas
atípicos :

• a) Examine primero por errores de
  trascripción.

• b) Reexamine el plato de
  sensibilidad.

• c) Evalué reportes previos del
  paciente para observar su patrón de sensibilidad
  anterior.

• d) Repita los test de
  identificación y sensibilidad a los
  antibióticos.

Condiciones sugeridas que requieren
verificación del resultado de

Sensibilidad a los antibióticos
:

• S. aureus resistente a
  Oxacilina.

• S. pneumoniae resistente a
  Penicilina.

• Cefalosporinas de amplio espectro (
  Cefotaxime, Ceftriaxone ) resistente a S.
  pneumoniae.

• Streptococcus viridans penicilina
  resistente o intermedio, aislados de áreas
  estériles del cuerpo.

• Estafilococos o Enterococos resitentes a la
  Penicilina o intermedio.

• Enterococos con altos niveles de resistencia
  a la Gentamicina aislados de áreas estériles
  del cuerpo.

• Klebsiella sp o E. coli con
  potencial espectro de betalactamasa.

( Ej. Resistente a Ceftazidime ).

• Bacilos Gramnegativos no fastidiosos
  resistentes a Gentamicina-

Tobramicina-Amikacina.

• S. maltophilia resistente a
  Trimethoprim-Sulfametoxazole.

• H. influenzae Ampicilina resistente
  y betalactamasa negativa.

• Un aislamiento para el cual el antibiograma
  es atípico para la especie.

• Ampicilina y/o Cefalotina susceptible para
  Enterobacter sp,

Citrobacter freundii, Serratia
marcescen y Ps. Aeruginosa.

• Klebsiella sp sensible a
  Ampicilina.

• Bacilos Gramnegativos Imipenem resistentes o
  intermedio, excepto

S. maltophilia.

• Bacilos Gramnegativos Ciprofloxacina
  resistente, excepto

S. maltophilia o B.
cepacia.

g) CONTROL DE CALIDAD DEL ETEST :

Tiras de antibióticos a utilizar :
Penicilina, Ceftriaxone, Vancomicina.

Cepa a utilizar : Staphylococcus aureus
ATCC 29213

Frecuencia : Una vez a la semana o cuando se
detecten problemas.

Procedimiento :

Subcultive la cepa ATCC un día antes del
test de control de calidad.

Siga los procedimientos
normales para la prueba de sensibilidad por difusión en
agar.

Valores esperados ( MIC ) :

Penicillin: 0.25-1.0 &µg /mL

Cefatazidime: 4.0-16.0 &µg/ml

Ceftriaxone: 1.0-8.0 / &µg/m l

h) DETECCIÓN DE CEPAS PRODUCTORAS DE
BETALACTAMASA DE ESPECTRO EXTENDIDO ( ESBL ) :

Utilice las siguientes cepas control

E. coli ATCC 25922 como control ESBL negativo

K. pneumoniae ATCC 700603 como control ESBL
positivo

• Control de calidad de la sensibilidad a
  los antibióticos

en los sistemas computarizados :

Los Laboratorios de Microbiología modernos
tienen a su alcance una creciente gama de sistemas computarizados
para la identificación de los microorganismos y su
susceptibilidad a los antibióticos. Algunos de estos
sistemas traen consigo programas de
computadora
para ayudar a evaluar el control de calidad de los mismos. En
algunos casos, la computadora
hace un control periódico
de su funcionamiento mediante comandos u
ordenes preestablecidas.

Debido a que en nuestro medio existe solamente el
Sistema Vitek de identificación microbiana, solo
haremos algunas observaciones relativas a éste
sistema.

El Sistema Vitek utiliza una determinación
turbidimétrica de la rapidez de crecimiento del
microorganismo, en presencia de agentes antimicrobianos para
obtener un análisis de regresión lineal y
posteriormente determinar un algoritmo
derivado de la concentración inhibitoria mínima (
CIM ).

Actualmente el laboratorio cuenta con un grupo
limitado de tarjetas Vitek para la sensibilidad a los
antibióticos, tal como sigue:

Tarjetas de sensibilidad para Gramnegativos
:

1. GNS-108

• 2. GNS-203

• 3. GNS-210

• 4. GNS-651

Tarjetas de sensibilidad para Grampositivos
:

1. GPS-105

Al hacer el control de calidad de las tarjetas de
sensibilidad a los antibióticos, se recomienda utilizar
cepas ATCC con CIM conocidas. Estas pruebas se pueden realizar
una vez al mes durante 10 días seguidos, en los cuales se
aceptan no más de 2 valores de CIM para cada
combinación de Antibiótico/Organismo fuera del
rango establecido.

Si se diera el caso de deben correr controles de
calidad con cepas ATCC durante 30 días consecutivos, en
los cuales no se aceptan más de 3 valores fuera de rango.
Si los hay, llamar al Departamento de Servicio de
Vitek para el chequeo correspondiente.

Para realizar los controles se recomiendan las
siguientes cepas ATCC para las tarjetas respectivas:

TARJETA CEPAS ATCC

GNS-108 E. coli ATCC 25922 / Ps. Aeruginosa ATCC
27853

GNS-203 E. coli ATCC 25922 / Ps. Aeruginosa ATCC
27853

GNS-651 E. coli ATCC 25922 / Ps. Aeruginosa ATCC
27853

GPS-105 E. faecalis ATCC 29212 / S. aureus ATCC
29213

Las tarjetas de sensibilidad a los
antibióticos del Sistema Vitek, han sido comparado con los
estándares de la NCCLS, mediante las técnicas de
microdilución para obtener la CIM; sin embargo,
bioMérieux Vitek recomienda la utilización de
métodos alternos para confirmar la susceptibilidad a
ciertos microorganismos contra drogas específicas.

TARJETA ANTIBIOTICO MICROORGANISMO

GNS-108 Ampicilina A. junii, A. lwoffii,
Aeromona sp,

Citrobacter sp

GNS-108 Ceftazidina Acinetobacter junni.
A. lwoffi

GNS-108 Cefazoline Aeromonas. sp

GNS-108 Cefoxitin A.junii, A. lwoffii,
Aeromona sp.

GNS-108 Imipenem Aeromona sp

GNS-108 Piperacilina A. jejunii, A.
lwoffii. Aeromona sp.

GNS-108 Ticarcilina/A. Clavulánico Ps.
Aeruginosa, Aeromonas sp

GNS-108 Trimeth/Sulfa A.junii. A. lwoffii,
Aeromona sp

TARJETA ANTIBIOTICO MICROORGANISMO

GNS-203 Ampicilina A. jejunii, A. lwoffii,
Aeromonas sp,

Citrobacter sp.

GNS-203 Acido nalidixico Pseudomona
sp

GNS-203 Carbenicilina Acinetobacter junni, A.
lwoffi

GNS-203 Cefalotina Aeromona sp

GNS-203 Cefazolina Aeromonas sp,

GNS-203 Cefuroxima A.jejunii. A. lwoffi.
Aeromona sp

GNS-203 Norfloxacina Acinetobacter sp

GNS-203 Ticarcilina/Acido clavulánico
Aeromona sp, Ps. aeruginosa

GNS-203 Trimetho/Sulfametoxazole A. jejunii,
A. lwoffii, Aeromona sp

GNS-651 Ampicilina A. jejunii, A.
lwoffii,

Aeromona sp, Citrobacter sp

GNS-651 Ampicilina/Sulbactam Enterobacter sp,
Aeromonas sp,

C.braakii, C.freundii, C. youngae

GNS-651 Cefepime Ps. Aeruginosa, Burkholderia
cepacia

GNS-651 Cefalotina Aeromona sp

GNS-651 Ceftazidina Acinetobacter junii. A.
lwoffi

GNS-651 Cotrimoxazole Acinetobacter junii. A.
Lwoffi.

Aeromonas sp

GNS-651 Imipenem Aeromona sp

GNS-651 Meropenem Burkholderia cepacia

GNS-651 Piperacilina A. Junii. A. Lwoffi.
Aeromonas sp

GNS-651 Piperacilina/Tazobactam Burkholderia
cepacia, Enterobacter sp,

Pantoea ( Enterobacter) agglomerans

GPS-105 Eritromicina Enterococcus sp,
Estreptococos grupo D

GPS-105 Tetraciclina Estafilococos coagulasa
negativa,

Enterococcus sp, Estreptococos grupo
B,

Estreptococos grupo D.

GPS-105 Gentamicina Enterococcus sp.
Estreptococos B y D

j) CONSIDERACIONES GENERALES:

• a) Se debe tener especial cuidado en la
  preparación del inóculo. Fallas en su
  preparación, tienen efecto sobre el funcionamiento de
  todo el instrumento.

• b) Siempre tener presente que el sistema
  no puede examinar todos los grupo

relevantes de bacterias.

• c) El uso de colonias absolutamente
  aisladas es clave en el aprovechamiento

los sistemas
computarizados. Algunos de los organismos sugeridos por el

fabricante para control de
calidad,
podrían no detectar deterioro en el

instrumento o la calidad de los reactivos.

• d) Es relevante utilizar métodos alternos de sensibilidad a los
  antibióticos en aquellos casos en que la literatura
  que acompaña las tarjetas
  indique que el sistema
  falla en detectar resistencia.

• e) Se han reportado casos de falsa
  sensibilidad o resistencia, particularmente debido al lector
  del instrumento o a un corto periodo de incubación
  durante la prueba de sensibilidad. Un periodo de 3.5 a 6
  horas podría no ser adecuado para expresar todos los
  mecanismos de resistencia de las bacterias.

Tal es el caso de algunos bacilos Gramnegativos
que inducen resistencia mediada por ß-lactamasa a algunos
antimicrobianos enzimáticamente lábiles a la
ß-lactamasa, como ocurre con el Citrobacter freundii,
Enterobacter sp, Serratia sp, Morganella morganii, Providencia
sp y Ps. aeruginosa.

• f) Se ha observado una falsa resistencia
  a Aztreonam, especialmente por Proteus y Morganella
  sp por problemas
  de detección fotométrica del crecimiento.

• g) Se han reportado falsa resistencia a
  Imipenem para varias especies en periodos largos y cortos de
  incubación. Esto no es común y se debe a la
  degradación del antibiótico o la
  concentración de Zinc en el medio.

• h) Una baja o moderado nivel de
  resistencia a la Vancomicina frente a Enterococcus
  sp se ha detectado, especialmente del tipo VanB, ya que
  podría no ser detectado en periodos cortos de
  incubación.

• i) Se han observado o problemas en la
  detección de resistencia a altos niveles de
  Gentamicina o Estreptomicina frente a Enterococcus
  sp en incubaciones largas y cortas.

• j) Tener presente colocar las marcas
  externas en la tarjeta, antes de meterla a la
  incubadora/lector.

• k) No deje pasar más de 15
  minutos después de prepara el inóculo, para
  llenar las tarjetas y colocarla en la incubadora.

• l) Chequear la solución salina
  por esterilidad. Para ello inocule en caldo de cultivo e
  incube a 35°C por 24 horas.

• m) Con cada lote de preparación
  de inóculo, estandarizar primero el calorímetro.

• n) Haga que el Departamento de Servicio
  técnico de Vitek revise periódicamente el
  lector del aparato para calibrarlo.

• o) Lleve un récord de cualquier
  discrepancia en la identificación de cepas
  estándar de control. Igualmente el tipo de tarjeta,
  lote, fecha de expiración, etc.

k) CEPAS ATCC RECOMENDADAS PARA CONTROL DE
CALIDAD DE TARJETAS DE IDENTIFICACIÓN POR METODOS
SEMIAUTOMÁTICOS :

API® 20E QC Set

Enterobacter cloacae ATCC®
13047Escherichia coli ATCC® 25922Klebsiella
pneumoniae ATCC® 35657Stenotrophomonas maltophilia
ATCC® 51331Proteus mirabilis ATCC® 35659

API® An-IDENT QC Set Actinomyces
odontolyticus ATCC® 17929 Bacteroides fragilis
ATCC® 23745 Bacteroides ovatus ATCC® 8483
Clostridium histolyticum ATCC® 19401 Clostridium
perfringens ATCC® 13124

API® 20C Clinical Yeast QC Set

Candida glabrata ATCC®
15126Candida guilliermondii ATCC®
6260Cryptococcus laurentii ATCC® 18803

API® NH QC Set

Branhamella catarrhalis ATCC®
23246Haemophilus influenzae ATCC®
10211Haemophilus paraphrophilus ATCC®
49917Neisseria gonorrhoeae ATCC® 31426

Sensibilidad al Kirby Bauer QC Set

Enterococcus faecalis ATCC®
29212Escherichia coli ATCC® 25922Pseudomonas
aeruginosa ATCC® 27853Staphylococcus aureus
ATCC® 25923

7. CONTROL DE
CALIDAD DE EQUIPOS Y MATERIALES
DE

TRABAJO:

Objetivo: Todos los instrumentos
utilizados en el laboratorio
clínico, deben estar amparados por un programa de
control de calidad y de mantenimiento
preventivo, basados en las instrucciones del fabricante y los
procedimientos
establecidos.

Validación de Equipos : Los nuevos
equipos de mayor impacto en el cuidado del paciente ( Vitek,
Bactec, BacT/Alert, MGIT, etc ) requieren estudios de
validación para determinar que su funcionamiento es al
menos comparables a los equipos existentes o a métodos de
referencia. Estos equipos son aceptados solo si logran cumplir
las metas mínimas de funcionabilidad y eficiencia al
compararse con los existentes.

Este récord de validación debe
mantenerse por toda la vida útil del equipo.

Calibración del Instrumento : Los
equipos que requieren un exacto nivel de precisión para
obtener un resultado seguro, requieren
de una calibración periódica. La fecha de la
calibración, frecuencia y resultado, deben ser mantenidos
en un libro
récord dentro del laboratorio.

Control de Calidad: Todo equipo debe ser
evaluado por un programa de Control de Calidad en base a las
instrucciones del proveedor y las regulaciones internas del
laboratorio. Debe mantenerse un libro récord de todo lo
realizado al respecto, con el nombre del instrumento, fecha,
resultado y comentarios. En otro capítulo se
afianzarán los conceptos sobre éste tema.

Referencias y Lectura
Suplementaria: El Laboratorio guardará en un
fólder toda literatura extra que se obtenga sobre un
equipo, sus accesorios, materiales, estudios foráneos
sobre su funcionamiento, etc.

a) Incubadoras:

• a) Controle diariamente la temperatura de las incubadoras , antes de
  sacar los platos y anote en una hoja control el resultado. Es
  altamente recomendable que la hoja en que se captura la data
  de temperatura diaria, sea en formato semanal o mensual, ya
  que formatos con periodos largos desmejoran la atención que debe darse al control y
  desviaciones de la temperatura.

Partes: 1, 2, 3, 4