Monografias.com > Agricultura y Ganadería
Descargar Imprimir Comentar Ver trabajos relacionados

Cultivo del hongo Reishi (Ganoderma lucidum) en sustratos artificiales



  1. Resumen
  2. Aislamiento de
    cultivos puros
  3. Preparación
    del inóculo de procreación
  4. Proceso de
    producción
  5. Producción
  6. Cosecha y
    postcosecha
  7. Literatura
    consultada

El hongo Ganoderma lucidum también
conocido como Reishi o Lingzhi es farmacológica y
comercialmente el hongo medicinal más importante en el
mundo con un comercio global actual de aproximadamente 2 mil
millones de dólares. Se reporta que el Reishi posee una
multitud de valores medicinales muy significantes – anticancer,
anti-VIH, antiataques al corazón (reducción del
colesterol así como anti-angiogenico), Hepato – y
nefrotoprotectivo, hipoglicémico (anti-diabetes), etc. En
el sistema de medicina china y japonesa el Reishi es casi una
panacea.

G. lucidum es un Basidiomycete perteneciente al
Orden Poliporales y la familia poliporaceae. En su estado verde
el hongo es suave, duro y plano, destacándose por la
presencia de un sombrero (píleo), lateralmente estipitado,
de hasta 8 cm en la parte más ancha, rojo barniz
brillante, generalmente de tonos más claros hacia el
margen, arriñonado en forma de tapa y, dependiendo de la
edad presenta colores que van del blanco al negro pasando por
tonalidades amarillentas, marrones, azules, rojas, moradas y
violáceas en la zona de los poros. El tallo (estipe o
estípite) situado lateralmente en el píleo, es
pálido, escabroso hacia el sombrerillo, de 10 cm de alto y
2 cm de ancho. Sus esporas de pared doble, ambas interconectadas
por pilares, pared interna castaño-amarillenta, pared
externa hialina. No obstante, la morfología como
así el tamaño presenta variaciones ostensiblemente,
ya sea por tratarse de diferentes variedades o cepas, como por
las diferentes condiciones ambientales en el que se desarrolla.
Cuando se dan elevados niveles de dióxido de carbono el
resultado es una fuerte elongación del tallo. G. lucidum
es común de encontrar en la base del tallo de manzanos,
robles, álamos, sauces, olmos, abetos, etcétera del
campo vivos o moribundos

Monografias.com

Si bien se trata de una especie conocida desde hace
más de 4000 años, los avances en el cultivo
producto de estudios realizados para propósito vienen
ocurriendo en los últimos 30 años. En la
antigüedad el Ganoderma lucidum era recolectado en
sus hábitats naturales, creciendo sobre la corteza de
ciruelos, arces, robles, olmos, álamos, sauces,
etcétera de zonas húmedas tropicales o templadas,
bosques con las condiciones de altura, humedad y temperatura
(28°C-32°C) óptimas para el desarrollo del mismo.
Sin embargo hoy en día el Ganoderma lucidum
se cultiva en hábitats artificiales (sobre sustratos
artificiales en base a aserrines) que permiten el crecimiento y
el desarrollo del hongo en condiciones prácticamente
idénticas a las naturales, y con ello su mayor
disponibilidad para la población en general. Se puede
distinguir dos tipos de cultivos: sobre troncos y sobre sustratos
artificiales en condiciones estériles.

Resumen

Primeramente se llevan a cabo aislamientos de cultivos
puros de micelio de Ganoderma lucidum en platos Petri en
diversos medios de cultivo con agar, los cuales se pueden
desarrollar a 24-28ºC. Luego, las cepas se preservan en
tubos de ensayo con agar inclinado a 4ºC, de manera que se
pueda recurrir a estas muestras conservadas si algo le pasa al
cultivo de uso diario. Después sigue la transferencia del
cultivo puro a una variedad de sustratos, en bolsas de
polipropileno o frascos, para la preparación del
inóculo de procreación en culltivos
líquidos, grano de cereal o en aserrín-salvado, a
24ºC. Para el cultivo de los cuerpos fructíferos del
hongo sobre sustratos artificiales se utilizan mezclas de
aserrines apropiados, colocando 2 kg en bolsas de polipropileno,
de 17.50 x 8.25 x 4.75 pulgadas, previamente esterilizadas a unos
121°C durante 120 minutos) con nutrientes básicos. Una
vez frías se inoculan con micelio de Reishi (Ganoderma
lucidum
), 150 g/bolsa distribuyéndolo uniformemente,
en condiciones asépticas, generalmente en una
cámara de flujo laminar o en un cuarto muy limpio y
esterilizado, e inmediatamente después, las bolsas se
sellan con calor y se inflan con aire microfiltrado. Luego las
bolsas inoculadas se incuban unas 16 semanas a temperaturas
superiores a los 21-27°C a HR de 95-100%, la luz no es
necesaria. Al término de este periodo las bolsas se
perforan y se les retira su parte inferior, que es por donde
comienzan a crecer los primordios, para lo cual se necesitan
18-24ºC, HR de 75-100% y 4-8 horas a 200-500 Lux.
Finalmente, para el desarrollo de cuerpos fructíferos se
deben mantener 21-27ºC, HR de 90-95% y luz de 12 horas
prendido/apagado a 750-1500 Lux. Las cosechas se suelen hacer de
forma consecutiva a 5 o 6 meses de iniciado el
cultivo.

Cuando los hongos están completamente
desarrollados, se cosechan e inmediatamente se deshidratan para
posteriormente pulverizarlos, esterilizarlos y
envasarlos.

Aislamiento de
cultivos puros

Aislamiento en agar

El aislamiento micelio de la cepa se lleva a cabo en
platos Petri en medio de cultivo harina de trigo (10 gr/ l) agar
(1.5%) (Bioxon). Ganoderma también se puede
cultivar sobre agar extracto de malta (Malt Extract Agar = MEA);
agar harina de avena levadura (Oatmeal Yeast Agar = OMYA), agar
alimento de perro (Dog Food Agar = DFA), papa dextrosa extracto
de levadura (Potato Dextrose Yeast Agar = PDYA), adicionados de
1-15mg/l de sulfato de gentamicina.

Siembra del hongo Ganoderma.

  • 1. Limpie la superficie externa para que no
    haya ninguno residuo suelto y frote con una solución
    de hipoclorito al 1% y 0.5 g de tiabendazol o benomil por
    litro de agua .

  • 2. Rompa abriendo el píleo o "sombrero"
    del hongo (o la base del tallo) tan limpiamente como usted
    pueda.

  • 3. Prenda su lámpara de alcohol y flamee
    la hoja de su bisturí. Luego corte un pequeño
    pedazo de tejido limpio del interior del hongo.

  • 4. Con el bisturí transfiera varios
    pedazo (3-5) del hongo una placa de agar nutritivo (como los
    anteriormente recomendados).

  • 5. Finalmente, apile las placas,
    envuélvalas en una bolsa de plástico limpia y
    póngalas en un lugar conveniente para incubar a
    temperatura de 24-28ºC.

El crecimiento micelial, si ocurre, debe hacerse visible
en unos pocos días, extendiéndose hacia afuera del
trozo de tejido del hongo. También pueden crecer hongos o
bacterias contaminantes en cuyo caso usted tendrá que
recortar un pedazo de micelio limpio y transferirlo a una placa
nueva. Si usted decide subcultivar el micelio para separarlo de
los contaminantes, asegúrese de hacerlo antes de que el
contaminante haya madurado lo suficiente como para formar
esporas. De lo contrario se estará transfiriendo el
contaminante con el micelio de Ganoderma.

Monografias.com

Preservación de la
cepa

La cepa se registra y se mantiene en
refrigeración en tubos de ensayo con agar inclinado a
4ºC. Una vez que se ha purificado el cultivo del hongo, se
necesita preservar muestras del cultivo en forma segura por
períodos largos, de manera que se pueda recurrir a estas
muestras conservadas si algo le pasa al cultivo de uso diario. El
método del almacenamiento simplemente requiere extraer por
raspado un pedazo de micelio de una placa de agar y transferirlo
a un tubo con tapa rosca conteniendo agua destilada esterilizada,
aceite mineral o parafina líquida. Una vez en el agua
destilada, aceite mineral o parafina líquida, el micelio
del hongo se vuelve dormante y para muchas cepas durará
alrededor de seis meses. Ni siquiera se requiere
refrigeración, pero hay que mantenerlos a 4º para
mayor seguridad. La liofilización del micelio conserva las
cepas viables durante años.

Monografias.com

Preparación
del inóculo de procreación

Después del cultivo en agar, sigue la
transferencia del cultivo puro a una variedad de sustratos para
la preparación del inóculo de procreación:
cultivos líquidos puros de inóculo micelial,
inóculo de grano de cereal e inóculo en
aserrín-salvado (Chen 1999).

Producción de inóculo en medio
líquido.

Los cultivos líquidos puros pueden desarrollarse
en caldo papa-dextrosa u otras formulaciones. El micelio de
Ganoderma lucidum se adapta muy bien al cultivo
líquido, el cual es tradicional en China. Para ello se
emplea una suspensión de micelio fragmentado en agua
esterilizada. Esta solución enriquecida de micelio, con
miles de cadenas celulares diminutas se inyecta en el frasco de
grano esterilizado. Con el agua, los fragmentos de micelio se
percolan hacia abajo a través de los granos
distribuyéndose homogéneamente, llegando a ser cada
uno de ellos un punto de de desarrollo. Por varios días
puede presentar poco o ningún signo de crecimiento. Hacia
el día cuarto o quinto después de la
inyección a temperatura óptima de
incubación, se hacen visibles los sitios de crecimiento
activo. En cuestión de horas, estas zonas se alargan y
pronto el grano se encuentra rodeado por el micelio. Con esta
técnica se evita la necesidad de sacudir repetidamente y
un solo plato de micelio en agar puede inocular hasta 100
frascos, mas de 10 veces que el número inoculado con el
método tradicional.

Para suspender el micelio se usa una jeringa
esterilizada, se inyectan de 30 a 50 ml de agua esterilizada en
un cultivo sano. Luego se raspa la superficie la superficie del
cultivo para obtener el máximo de fragmentos de micelio.
Cinco mililitros de esta suspensión son suficientes para
inocular un frasco de aproximadamente 750 ml. Otra forma puede
ser ensamblar una jarra esterilizable en autoclave a una
licuadora; adicionar agua hasta 2/3 a ¾ partes de su
capacidad, cubrir con lámina de aluminio, esterilizar,
enfriar hasta temperatura ambiente. Introducir bajo condiciones
asépticas en el vaso de la licuadora el cultivo entero de
micelio de crecimiento vigoroso, partido en cuartos o en
tirillas. Se recomienda no usar la parte periférica del
cultivo porque allí pueden aparecer contaminantes. Prender
la licuadora a velocidad alta por no más de 5 segundos.
Cada frasco de ¼ de galón se inocula con 5-10
ml.

Producción de inóculo en grano de
cereales
.

Monografias.com

El inóculo de los cultivos puros se coloca sobre
grano de centeno, trigo o de otros cereales esterilizados
típicamente en bolsas de polipropileno o frascos (1/4 y
½ galón) a 24ºC; la colonización se da
en dos o tres semanas. Si el inóculo de grano
(inóculo de procreación) no se usa cuando
está maduro, ocurre una sobreincubación que
dificulta la separación de los granos con
agitación. En este caso se requiere de una herramienta
para hacer la transferencia tal como una cuchara o un cuchillo
esterilizado para separar los granos dentro del
recipiente.

Producción de inóculo en
aserrín.
Para la formulación de substrato de
aserrín-salvado como inóculo, vea el Cuadro 1.
Otras formulaciones pueden encontrarse en Chen (1999).

Cuadro 1. Formulación de substrato para
inóculo aserrín-salvado (Chen 1999).

Monografias.com

Cada unidad de inóculo primario de ½
galón se puede expandir en 10 unidades de 5 libras de
aserrín húmedo esterilizado. Una vez crecido el
micelio en el grano, con cada frascos se pueden inocular 10
bolsas de 5 libras de aserrín con 65-70% de humedad. A una
temperatura de 24ºC la colonización del sustrato se
completa en 8 a 12 días. Los 10 bloques de inóculo
de aserrín pueden expandirse en 100 a 200 bolsas de 2 kg
de aserrína, que a su vez, son colonizadas en un
período similar. El inóculo de aserrín
resultante es el último paso antes de inocular un sustrato
capaz de soportar carpóforo, ya sea en una mezcla de
aserrín y viruta, leños o trozas (pedazos de
troncos) que luego se entierran; Ganoderma spp
también se puede cultivar en aserrín esterilizado
organizado en columnas verticales.

Proceso de
producción

Inoculación

El método desarrollado por Stamets (1993)
consiste en inocular en una mezcla de aserrín (1:1),
sustrato que se incuba en bolsas de polietileno. Durante 3-4
días, la mezcla de aserrín (aliso/roble) es
humedecida y fermentada en agua enriquecida con melaza (50 ml/kg
de sustrato), se empaca en bolsas autoclaveables (polipropileno)
de 17.50 x 8.25 x 4.75 pulgadas a razón de 2 kg de medio
de cultivo con una humedad entre 60 y 70%. El material empacado
se esteriliza durante 2 horas a 15 psi (libras x pulgada cuadrada
de presión). Cuando se enfrían se abren en un
cuarto limpio. Se inoculan con micelio producido en grano de
cereal o en grano/aserrín, a razón de 150 g por
bolsa distribuyéndolo uniformemente. Las bolsas se exponen
a la corriente de aire de una cámara de flujo laminar,
inflándolas parcialmente, inmediatamente después
las bolsas se sellan con calor. El aire en el interior de las
bolsas crea un ambiente húmedo, presurizado positivamente.
El intercambio de gases con el ambiente externo ocurre a
través de un parche microporos.

Monografias.com

Desde la inoculación hasta la cosecha,
transcurren por lo menos tres meses con cualquiera de los
métodos de ciclo rápido. La colonización es
característicamente rápida y se completa en 10-21
días a 24°C. Después de 30 días los
bloques se llevan al cuarto de crecimiento después de lo
cual se perforan las bolsas; estas nunca se abren. Cada una se
deja caer hacia abajo con fuerza y se hacen cortes en cruz en la
cubierta plástica los cuales serán los sitios para
la formación de los carpóforos en la superficie
áspera del medio. Los cultivos se colocan en el cuarto de
crecimiento y la cosecha de píleos sin estípite
empieza normalmente en un mes.

Los cuerpos fructíferos (carpóforos)
emergentes son de color blancuzco a amarillo dorado y
típicamente de forma triangular. Su crecimiento es lento.
Las formaciones como lenguas amarillean con la edad y se hacen
progresivamente más pardo rojizos hacia la base. Hacia el
día 50 a menudo han alcanzado cuatro pulgadas de longitud,
están ramificados y se han levantado de múltiples
sitios de la superficie plana del medio de viruta.
Frecuentemente, los estípites en forma de cuerno tratan de
salir por el parche de filtro y llegan a unirse a él. Una
vez se haya logrado la longitud del tallo deseada, se debe
alterar el ambiente para obtener el estado final. Si el
cultivador no expone estos cuernos emergentes a condiciones
atmosféricas muy parecidas a las naturales, la oportunidad
del desarrollo del píleo pronto se perderán
(Stamets, 1993).

Durante los dos primeros meses, todo el ciclo de
crecimiento ocurre dentro del ambiente de la bolsa de
plástico sellada, y por consiguiente contiene
concentraciones relativamente altas de dióxido de
carbón y otros gases. A menudo, la parte superior de la
bolsa contiene niveles de CO2 que exceden las 20.000 ppm o el 2%.
Cuando se abre la bolsa y prevalece el libre intercambio de
gases, el dióxido de carbono baja a niveles normales de
350 ppm o 0.35%. Este cambio súbito en los niveles de
dióxido de carbón es una señal clara para
que se pueda iniciar el desarrollo del píleo de
Ganoderma lucidum.

En su hábitat natural, este cambio es
análogo a la emergencia del estípite desde el
ambiente rico en bióxido de carbono por debajo del nivel
del suelo. Una vez que emerge el estípite o estipe (tallo)
sensible al CO2 al aire abierto, se desarrolla el píleo
lateral fotosensible productor de esporas. Los píleos se
forman por encima de la superficie y se orientan hacia la luz.
Una indicación de crecimiento nuevo es la profundidad y la
apariencia prominente de una banda blanca alrededor del borde del
píleo.

Bajo estas condiciones, la formación del
píleo es rápida y la época de la cosecha
usualmente se indica por la carencia de un crecimiento nuevo de
color blanco del margen y la producción de esporas pardo
rojizas.

Monografias.com

Las esporas, aunque se liberan por debajo, tienden a
acumularse sobre la superficie superior del
basidiocarpo.

El cultivador tiene dos alternativas para promover el
desarrollo del píleo una vez han empezado a formarse. La
bolsa de plástico puede dejarse o retirarse de la masa de
sustrato incubado. Si el plástico protector se remueve y
no prevalece un ambiente como de niebla, la evaporación
masiva podrá detener el desarrollo de cualquier cuerpo
fructífero. Si los bloques expuestos se mantienen en un
ambiente de niebla dentro de la sala de crecimiento, disminuye el
crecimiento vertical o cesa enteramente y empiezan a
diferenciarse los píleos característicos
horizontales en forma de riñón. Como los
estípites, los márgenes del crecimiento nuevo son
blancos mientras que las áreas envejecidas se tornan pardo
brillante.

Monografias.com

Los cultivadores de Asia inoculan botellas o bolsas
cilíndricas de 1-2 litros, con un extremo estrecho
taponadas con algodón (actúan como filtro). Una vez
inoculadas, las bolsas o botellas se apilan horizontalmente dando
la impresión de un muro. Después de 30-60
días, en dependencia de la cepa, la densidad de
inóculo y las condiciones de desarrollo, se remueven los
tapones de algodón. Los pequeños canales de CO2
abiertos estimulan la elongación de los estípites.
Igualmente, la abertura conduce a la pérdida de humedad.
Desde dichos portales, se disparan los primordios en forma de
dedos hacia el ambiente altamente húmedo del cuarto de
crecimiento.

Con este método de cultivo se conserva la humedad
y se canaliza hacia el desarrollo de los cuerpos
fructíferos. Bajo condiciones bajas de luz la
elongación de los estípites disminuye a medida que
el micelio entra en el período de formación del
píleo; se cree que hay mejores oleadas (cosechas)
protegiendo el cultivo de la evaporación que con el
sustrato abierto a la atmósfera. Con esta estrategia un
ambiente de niebla no es tan crítico como cuando el
sustrato es expuesto completamente al aire, y además, la
contaminación es menos probable.

Sustratos de
fructificación:

En interiores sobre aserrín de maderas duras de
plantas dicotiledoneas. La adición de salvado de arroz o
de sorgo mejora la producción. Una adición mayor
del 15% de masa seca de sustrato inhibe el desarrollo del cuerpo
fructífero.

Algunas formulaciones para cultivar carpóforos de
Ganoderma:

1. Aserrín 78%, salvado de trigo 20%, yeso 1%,
soya en polvo 1%.

2. Bagazo de caña 75%, salvado de trigo 22%,
azúcar de caña 1%, yeso 1%, soya en polvo
1%.

3. Cascarilla de algodón 88%, salvado de trigo
10%, azúcar de caña 1%, yeso 1%.

4. Aserrín 70%, olotes de maíz
pulverizados 14%, salvado de trigo 14%, yeso 1%, ceniza de paja
de cereal 1%.

5. Polvo de olote de maíz 78%, una mezcla de
salvado de arroz y trigo 20%, ceniza de paja 1% (Chang y Buswell,
1999).

6. Aserrín de roble 80%, salvado de trigo no
procesado 18%, sacarosa 1%, carbonato de calcio o sulfato de
calcio 1%, humedad 67–70%.

Se recomiendan frascos y bolsas de polipropileno para la
fructificación.

Cosecha:

Se perforan las bolsas, se producen primordios sin
estípite bajo condiciones de buena iluminación y
baja concentración de dióxido de carbono. Con esta
estrategia, se quiebran limpiamente los carpóforos de los
hoyos de ¼ de pulgada. Si se estimula la formación
de estípites elevando el CO2 o disminuyendo la
iluminación del ambiente, los hongos pueden cosecharse,
torciendo primero la base del estípite desde el sustrato y
luego se limpian los despojos de la base del pie. A una humedad
relativa del 50%, las setas se deshidratan rápidamente al
aire abierto a temperatura de salón. Después de la
deshidratación, algunos cultivadores esterilizan sus setas
con un ciclo corto, en autoclave. Este tratamiento térmico
retarda o evita la eclosión de las larvas de cualquier
huevo que haya sido depositado durante el desarrollo del
hongo.

Las etapas más cruciales son la formación
de los primordios y la formación de los carpóforos
durante la transición de la fase vegetativa a la
generativa. La luz y el oxígeno disparan la
iniciación de los primordios; una breve exposición
a la luz es suficiente para la iniciación de los
primordios. Se puede acortar el peróodo de
incubación usando: una cepa de alta calidad, una rata alta
de nóculo vigoroso y fresco y temperatura de
incubación óptima de 30°C. Si se requiere
producir cuerpos fructíferos con píleo, es
necesario manejar adecuadamente los niveles de CO2 como un factor
morfogenético que determina si el hongo tendrá
píleo o por el contrario será en forma de cuerno;
en el primer caso, la concentración de dióxido de
carbono debe ser de 0.03% y de aire fresco 0.1%; si la
concentración de CO2 se encuentra en el rango de
0.1–1% durante el período de fructificación,
se obtendrán carpóforos en forma de cuerno; la
dirección de la luz es otro factor morfogenético,
gracias a que Ganoderma es de naturaleza
fototrópica.

Monografias.com

Producción

La primera oleada (cosecha) puede producir de 125-200 g
(peso húmedo) a partir de 2200 a 2300 g de sustrato
húmedo inoculado en el sistema de vía rápida
(90 días). Los carpóforos poseen 80% de agua, 10%
menos que los hongos más carnosos. La segunda oleada
(cosecha) produce entre el 25 y el 50% de la primera. Las trozas
(leños) producen 1-2 libras por año (Stamets,
1993).

Resumen de los parámetros de
cultivo:

Aislamiento de cultivos puros:

Temperatura: 24º.

Inóculo de procreación

Temperatura: 24ºC

Incubación

Temperatura: 21-27ºC

Humedad relativa: 95-100%

Tiempo: 10-20 días

CO2: tolera hasta 50.000 ppm o 5%

Intercambio de aire fresco: 0-1/h

Requerimientos de luz: no es idispensable

Formación de primordios en forma de
cuerno

Temperatura de iniciación:
18-24ºC

Humedad relativa: 75-100%

Tiempo: 14-28 días

CO2: 20.000-40.000 ppm

Intercambio de aire fresco: 0-1

Requerimientos de luz: 4-8 horas a 200-500
Lux

Formación de primordios sésiles ("Young
Conk")

Temperatura: 21-17ºF

Humedad relativa: 95-100%

Tiempo: 14-28 días

CO2: 5000-2000 ppm

Intercambio de aire fresco: como se requiera para
mantener CO2 deseado.

Requerimientos de luz: 12 horas a 500-1000
Lux

Desarrollo del cuerpo
fructífero

Temperatura: 21-27ºC

Humedad relativa: 90-95%

Tiempo: 60 días

CO2: <2000 ppm

Intercambio de aire fresco: como se requiera

Requerimientos de luz: 12 horas prendido/apagado a
750-1500 Lux

Ciclo de cosecha: dos cosechas en 90-120 días
(Stamets, 1993).

Cuadro 3. Ganoderma lucidum: parámetros
de desarrollo para el cultivo.

Monografias.com

*Ponga la temperatura a 28oC, la temperatura actual puede
llagar a ser 2-3oC más alta (calor generado por la
respiración masiva del micelio).

Fuente: Chen 1999, Stamets 2000.

HR Humedad Relativa.

Cosecha y
postcosecha

Cuando los hongos están completamente
desarrollados, se procede a cortarlos e inmediatamente se
deshidratan para por último pulverizarlos, esterilizarlos
y envasarlos. Todos estos procesos se realizan en ambientes
cerrados totalmente controlados donde el aire de la
ventilación es filtrado, lo mismo que el agua de riego. El
acceso es restringido lo que permite ofrecer un producto
orgánico de la más alta calidad.

Desde la inoculación hasta la cosecha,
transcurren menos de tres meses con cualquiera de los
métodos de ciclo rápido. La maduración de
frutos está indicada por la desaparición del borde
blanco del cuerpo fructífero. En otros términos, en
la superficie superior del píleo, el margen tiene
color similar al centro, todo rojizo a café rojizo o
amarillento a café amarillento en G. lucidum. El
cultivo continua en humedad relativa 85% durante 7-10 días
adicionales para estimular el desarrollo en espesor y firmeza del
píleo (50-60% R.H. en otra práctica).
Coseche cortando el estipe o estípite (tallo). Mantenga
sólo 2 centímetro de la estipe con el
píleo. Si así se desea, continúe el
cultivo bajo parámetros de óptimo desarrollo para
segunda y tercera cosecha (flushes), aunque las cosechas
subsecuentes tienen rendimiento más bajo, sobre todo la
tercera.

Seque inmediatamente los cuerpos fructíferos
(carpóforos) cosechados, en aire seco bajo el sol o con
calor (50-60ºC). Complete el secando dentro de 2-3
días. Cuando seque, ponga los cuerpos fructíferos
con la parte inferior del píleo hacia abajo.
Durante días nublados o lluviosos, aplique calor
(60ºC). El secado prolongado inadecuado baja la calidad del
producto; la parte inferior de la superficie porosa se torna
café oscura o se contamina por mohos (hongos
microscópicos).

Monografias.com

Literatura
consultada

Agrónomo, Universidad Nacional de Colombia, Sede
Medellín, Facultad de Ciencias Agropecuarias, Departamento
de Ingeniería Agrícola. 75p.

Akhmedova, Z.R. 1994. Cellulolytic, xylanolitic and
lignolytic enzymes of the fungus Pleurotus ostreatus.
En: Prikl. Biokhim. Mikrobiol, Vol.30 (1):42-48.

Barron, G.L., y Thorn, R.G. 1987. Destruction of
nematodes by species of Pleurotus. En: Canadian Journal
of Botany. Vol.65:774-778.

Breene, W.M. 1990. Nutritional and medicinal, value of
specialty mushrooms. Universyty of Minesota, Sf. Paul, M.N. En:
Journal of Food Protectión. (USA), Vol.53(10):
883-894.

Cardona Urrea, L.F. Hongos: alimento y medicina. Escuela
de Biociencias, Universidad Nacional de Colombia Sede
Medellín.

Carter, J. 1993. Food: Your miracle medicine. New York,
Harper CollinsPublishers Inc.

Chang, S.T. 1997. Role of Ganoderma
supplementation in cancer management. First International
Symposium of Ganoderma lucidum (Reishi, Ling Zhi) Japan,
Nov. 17-18.

Chang, S.T., y Buswell, J.A. 1999. Ganoderma
lucidum
(Curt.: Fr.) P. Karst. (Aphyllphoromycetideae) – A
mushrooming medicinal mushroom. En: International Journal Of
Medicinal Mushrooms. Vol.1:139±146.

Chen, A. W. 1999. Cultivation of the medicinal
mushroom Ganoderma lucidum (Curt.:Fr.) P.
Karst.(Reishi). International Journal of medicinal mushrooms.
1
: 263-282.

Chen, A. W. and P. G. Miles. 1996a. Biomedical research
and the application of mushroom nutriceuticals from Ganoderma
lucidum. In: D.J. Royse (ed). Mushroom Biology and
Mushroom Products. Proceedings of the second conference.

Penn State Univ. Press, University Park, PA 161-176.

Chen, A. W. and P. G. Miles. 1996b. Cultivation of
Ganoderma bonsai, In: D. J. Royse (ed).
Mushroom Biology and Mushroom Products. Proceedings of the
second conference.
Penn State Univ. Press, University Park,
PA. 325-334.

Chen, A.W, 2003. A fresh look at an ancient mushroom
Ganoderma lucidum (Reishi). Vol. 51(2):14-24.

Chen, K. L. and D. M. Chao, 1997. Ling Zhi
(Ganoderma species), In: K. T. Hsu (ed.)
Chinese medicinal mycology, United Press of Beijing
Medical University and Chinese United Medical University,
Beijing, China, (in Chinese). 496-517.

Denis R., B. 1995. Mushrooms poisons and panaceas. W.H.
New York, Freman and Company, 422p. il.

García, R. M. 1987. Cultivo de setas y trufas.
Madrid, Mundi Prensa. 217p.

Gerber, A.L., Amania, A. Jr., Monache, D., Bianchi, N.
Jr., y Smania, E. deF.A. 2000. Triterpenes and sterol from
Ganoderma australe (Fr.) Pat (Aphyllophoromycetidae).
IJMM. 2:203-312.

Hobbs, C. 1995. Medicinal mushrooms. Botanica
Press, Santa Cruz, CA. 96-107.

Holliday, J.C., Cleaver, P., Loomis-Powers, M., y Patel,
D. (2003). En:
http://alohamedicinals.com/Cordyceps-Hybrid.html)htt://www.naturalproductos.org/inpr/monographs-pdf/cordy.mono
Ao1.PDF. 2003 septiembre.

Hongbo, H.U., Nam-Shik, A.H.N., Xinlin Yang, Yong-Soon
Lee, y Kyung-SunKang. 2002.Ganoderma lucidum extract
induces cell cycle arrest andapoptosis in MCF-7 human breast
cancer cell. En: International Journal Cancer.
102:250-253.

Hseu, R. Y. 1993. An overview on Ganoderma
species
. Wan Nian press, Taichung, Taiwan, (in Chinese).
140.

Huang, N.L. (ed.), 1993. Encyclopedia of edible
fungi in China.
Agricultural press, Beijing, China (in
Chinese). 238.

Hyung, S.K, Sam Kacew y Byung Mu Lee. 1999. In vitro
chemopreventive effects of plant polisaccharids (Aloe
barbarensis
Miller, Lentinus edodes, Ganoderma
lucidum
y C oriolus versicolor) En:
Carcinogénesis, Vol.20(8):1937-1640.

Jaramillo, L., Rodríguez, V.N. 2001. Cultivo de
shiitake en subproductos de café. En: Avances
técnicos Cenicafé, No.287:1-4.

Jirí Patoka. 1999. Anti-inflammatory
triterpenoids from mysterious mushroom Ganoderma lucidum
and their potential possibility in modern medicine. Acta medica
(hradec králové). Vol. 42(4).

Jong, S. C. and J. M. Birmingham, 1992. Medicinal
benefits of the mushroom Ganoderma. Adv. Appl. Microbiol.
37
: 101-134.

Jong, S.C., Birmingham, J.M. y Pai, S.H. 1991.
Immunomodulatory substances of fungal origin. Journal of
Immunology and Immunopharmacology, 3:115-122.

Kino, K., Yamashita, A., Yamaoka, K., Watanabe, J.,
Tanaka, S., Ko, K.,Shimizu, K., y Tsunoo, H. 1989. Isolation and
characterization of a new immunomodulatory protein. Ling Zhi-8,
from Ganoderma lucidum. J Biol.Chem.
264:472-478.

Ko, J.L., Lin, S.J., Hsu, C.I., Kao, C.L., y Lin, J.Y.
1997. Molecular cloningand expression of a fungal
immunomodulatory protein, FIP-fve, from Flammulina velutipes. J
Formos Med Assoc. 96:517-524.

Lee, S.S. 1991. The role of the rice bran employed in
the traditional spawn sawdust medium. En: Korean Journal of
Mycology. Vol.19(1):47-53.

Lin, Z.B. 2000. Current development, problems and
strategies on Ganoderma research. Eidible fungi of
China
. (in Chinese). 31-32.

Liu, G. T. 2001. Pharmacological and clinical
application of Ganoderma lucidum (Curt.:Fr.)P. Karst.
Spores. Int. J. Med. Mush. 3: 88.

Liu, G.T, 1999 a. Pharmacology and clinical application
of the spores of Ganoderma lucidum (Curt: Fr) P. Karst,
species (Aphyllophoromicetideae) in China. IJMM.
1:63-67.

Liu, G.T, 1999 b. Pharmacology and clinical application
of the spores of Ganoderma lucidum (curt: Fr) P. Karst
and mycelium of Ganoderma capense (Lloyd) Teng
(Aphyllophoromycetidae) IJMM. 1:217-222.

Liu, G.T. 1993. Usos Famacológicos y
clínicos de Ganoderma. En: Mushroom Biology and
Mushroom Products. Edited by S.T. Chang et al.The Chinese
University Press, Hong Kong. pp. 267-273.

Lozano, J.C. 1990. Producción comercial del
champiñón Pleurotus ostreatus en pulpa de
café. En: Revista Colombiana de Fitopatología.
Vol.14(2):42-56.

Mayzumi, F., H. Okamoto and T. Mizuno, 1997. Cultivation
of reddish Reishi (Ganoderma lucidum, red). Food
Rev. Int
. 13: 365-382.

Miles, P.G., y Chang, S.T. 1999. Biología de las
setas. World Scientific.Santafé de Bogotá D.C.
206p.

Morais, M.H., Ramos, A.C., Matos, N., y Santos E.J.
2000. Cultivo del hongo shiitake (Lentinus edodes)en residuos
lignocelulósicos. En: RevistaCiencia y Tecnología
de Alimentos Internacional. Vol. 6(2):123-128.

Morigawa, A., Kitabatake, K., Fujimoto, Y., y Ikekawa,
N. 1986. Angiotensin converting enzime-inhibitory triterpenes
from Ganoderma lucidum. Chemicaland pharmaceutical
Bulletin. 34(7):3025-3028.

Przybylowicz, P. y Donoghue, John. 1988. Shiitake
Growers Handbook. The Art and Sciencie of Mushroom Cultivation.
137p.

Shu-Ting, Ch. 1991. Mushroom biology and mushrooms
production. Mushrooms Journal Tropics (China).
Vol.11(3-4):45-52.

Shu-Ting, Ch. 1998. Mushrooms lectures. Mushrooms
biology, genetics and breeding, cultivation, nutritional and
medicinal effects and perspectives. Hong Kong. The Chinese
University of Hong Kong. Shatin. N.T. 206p.

Stamets, P. 1993. Growing gourmet e medicinal mushrooms.
Olimpia. Ten Speed Press and Mycomedia. 552p. il.

Stamets, P. 2000. Growing gourmet and medicinal
mushrooms
, 3rd. edition. Ten speed Press, Berkeley,
CA.

Stamets, P. y Chilton, J.S. 1987. The mushroom
cultivator. Washington. Ed. Agarikon Press Olimpia.

Stavinoha, W.B., Weintraub, S., Opham, T., Colorado, A.,
Opieda, R., ySlama, J. 1990. Study of the antiinflamatory
activity of Ganoderma lucidum. Proceedings from the
academic Industry Conference. August 18-20, Sapporo,
Japan.

Steineck, H. 1987. Cultivo comercial del
champiñón. Zaragoza (España), Ed. Acribia.
142p.

Uribe, A.M. 1983. Hongos comestibles: otro producto de
las plantaciones coníferas no explotado en Colombia. Tesis
Universidad Nacional de Colombia, Sede Medellín, Facultad
de Ciencias Agropecuarias, 73p.

Wasser, S.P. y Weis, A.L. 1999a. Therapeutic effects of
substances occurring in higher Basidiomycetes mushrooms: a modern
perspective. En: Crit. Rev. Immunol. Vol.19(1):65-96.

Wasser, S.P. y Weis, A.L. 1999b. Medicinal properties of
substances occurring in higher Basidiomycetes mushrooms: Current
Perspectives (Review). En: Int. J. of Med. Mushrooms. Vol.1(1):
31-62.

Whaid, M.; Sattar, A.; y Shan, S. 1988. Composition of
wild and cultivated mushrooms of Pakistan. En: Mushroom Journal
Tropics, No.8:47-51.

Willar, T., 1990. The reishi mushroom: Herb of spiritual
potency and medical wonder. Sylvan Press, Vancouver,
B.C.

Zuluaga, J., y Zambrano, D. 1993. Manejo del agua en el
proceso de beneficio húmedo del café para el
control de la contaminación. En: Avances Técnicos
Cenicafé. No.187:1-4.

 

 

Autor:

José Ramírez
Villapudua

Roque Abel Sáinz
Rodríguez,

Profesores investigadores de la Universidad
Autónoma de Sinaloa y Agrobiológica, S.A. de
C.V.

Nota al lector: es posible que esta página no contenga todos los componentes del trabajo original (pies de página, avanzadas formulas matemáticas, esquemas o tablas complejas, etc.). Recuerde que para ver el trabajo en su versión original completa, puede descargarlo desde el menú superior.

Todos los documentos disponibles en este sitio expresan los puntos de vista de sus respectivos autores y no de Monografias.com. El objetivo de Monografias.com es poner el conocimiento a disposición de toda su comunidad. Queda bajo la responsabilidad de cada lector el eventual uso que se le de a esta información. Asimismo, es obligatoria la cita del autor del contenido y de Monografias.com como fuentes de información.

Categorias
Newsletter