Genetica microbiana

MECANISMOS DE
INTERCAMBIO DE INFORMACIÓN
GENÉTICA

La transferencia de ADN entre microorganismos puede
ocurrir básicamente por cuatro procesos : a)
transformación, b) conjugación, c)
transducción y d) sexducción. Mediante estos
mecanismos los microorganismos pueden incorporar material
genético o donar material genético dando lugar a
formas recombinantes.

Transformación

Podemos definir el proceso de transformación
bacteriana como la capacidad que presenta una bacteria para
incorporar un fragmento de ADN que se encuentra en el medio
externo. Este mecanismo fue descubierto en el año 1928 por
F, Griffith en Streptococcus pneumoniae (transformación de
cepas rugosas no patógenas a cepas lisas
patógenas). Posteriormente Avery, Mac Leod y Mc Carty
(1944) demuestran que el principio transformante era el ADN
(experiencia que muestra por primera vez que la
información genética estaba codificada en las
moléculas de ADN).

En el proceso de transformación natural el ADN a
ser captado debe encontrarse en estado de doble cadena y el
número de moléculas de ADN que puede captar una
bacteria es limitado existiendo una cinética de
saturación.

El fenómeno de transformación ocurre en
varias etapas, y la bacteria que va a recibir el ADN
exógeno debe encontrarse en estado "competente" (estado en
el cual la bacteria es capaz de incorporar ADN del medio e
integrarlo al cromosoma bacteriano).

El estado de competencia depende de varios factores y es
diferente para cada especie bacteriana. Los factores que influyen
son varios como la densidad celular del cultivo, temperatura, pH,
nutrientes (fuente de carbono o de nitrógeno). Las
bacterias pueden llegar al estado de "competencia" cuando se
acercan al final de la fase de crecimiento exponencial y entran
en la fase estacionaria. En el estado de "competencia" en general
se encuentran entre un 10% a 20% de la población
bacteriana aunque esto puede variar según la especie
bacteriana. Por ejemplo el Streptococcus pneumoniae el estado
competente afecta al 100% de las células

durante la etapa exponencial mientras que el Bacillus
subtilis solo entre el 1 y el

20% se encuentran en estado competente y este se
manifiesta en la etapa estacionaria. El primer paso de la
transformación consiste en la unión de la
molécula de ADN a la superficie de la célula
bacteriana. Por ejemplo el Streptococcus pneumoniae presenta
entre 20 y 50 puntos de unión. Una vez que el ADN se une,
sufre una serie de cortes en las dos cadenas mediante la
acción de endonucleasas. Cuando los fragmentos de ADN
entran a la célula, pierden una de las dos cadenas. En el
interior de la célula, el ADN forma un complejo con
proteínas quedando protegido de la ADNasa I.

Existe en este momento un estado denominado fase de
eclipse cuando el ADN que entró por transformación
(exogenote) si sale de la célula no va a poder ejercer el
efecto transformante.

Este ADN posteriormente se integra al cromosoma
bacteriano en zonas de homología de secuencias.

Conjugación

Lederberg y Tatum en 1946 descubren un proceso por el
cual las células de E. coli

pueden intercambiar material genético mediante un
contacto físico entre ellas (fig

1). Hoy día este fenómeno tiene gran
importancia evolutiva y ecológica puesto que la
transferencia de ADN puede establecerse no solo entre
células de la misma cepa bacteriana sino entre especies
distintas y alejadas evolutivamente. El plásmido F
conocido originalmente como factor de fertilidad fue el primero
que se descubrió que podía pasar de una bacteria
donante a una receptora mediante el mecanismo de
conjugación (fig 2).

El plásmido F es de tipo conjugativo y tiene la
capacidad de interaccionar con el cromosoma bacteriano e
integrarse en él (forma denominada "episoma")

El contacto físico se establece mediante la
formación de un "pelo" o "pili" sexual constituido por
proteínas. Para la formación del "pili" intervienen
no menos de 16 productos génicos. Dentro de las bacterias
donantes se pueden diferenciar tres

+

tipos 1) las F

, que presentan al plásmido F y
pueden transferirlo, 2) las Hfr

(células de alta frecuencia de
recombinación) que contienen al factor F integrado en su
propio cromosoma bacteriano, y lo pueden transferir junto con
genes bacterianos, y 3) las F' (F-prima) que son células
Hfr que portan el genoma del factor F pero este tiene la
capacidad de excindirse y recircularizarse (forma de
plásmido) llevando consigo genes bacterianos. El primer
factor F-prima (F') fue aislado por Jacob & Adelberg y
llevaba genes del operón Lac . A este fenómeno de
transferencia de F' de una bacteria donante a una receptora se le
conoce con

–

el nombre de sexducción. A las
bacterias receptoras se le denomina F

, ellas no

contienen al plásmido F y lo reciben de las
bacterias donantes . Previo al proceso de conjugación, el
Plásmido F se replica y transfiere su información a
la célula F- convirtiéndola en F+ sin perder ella
misma dicha capacidad.

Fig 1: Observación al
microscópio electrónico del mecanismo de

Conjugación.

Fig 2 : Mapa físico y funcional del
plásmido F (100 Kb).

Transducción

Este mecanismo se puede definir como la transferencia de
material genético no vírico de una bacteria a otra
por intermedio de un bacteriófago. Estos fagos llevan la
información genética de la bacteria en el interior
de su cápsida (partículas transductoras) (fig
3).

Originalmente este fenómeno se describió
en Salmonella aunque hoy se conoce en distintas especies
bacterianas. Varios fagos presentan capacidad transductora como
el P1, T4, Mu y el fago ?. Existen dos tipos de
transducción:, a) la transducción generalizada en
la cual el fago puede portar un fragmento cualquiera del genoma
bacteriano, b) la transducción especializada en la cual el
fago lleva información de regiones específicas del
cromosoma bacteriano (ej el operón gal de E.coli en el
fago ? ) pudiendo transducir e infectar.

Fig 3: Esquema general del proceso de
transducción.

TRANSPOSONES

Se conocen también con el nombre de elementos
genéticos móviles, genes saltarines, casetes, etc.
Los primeros genes saltarines los descubrió Barbara
McClintock en la década del 40 cuando estudiaba la
genética del maíz y en 1967 se descubren en
organismos procariotas (E.coli). Son secuencias de ADN que tienen
la capacidad de saltar de un lugar a otro del genoma. Los
transposones

más simples se denominan elementos IS (secuencias
de inserción) y presentan una región central de 700
a 1500 bp rodeados de una secuencia invertida de 10 a

30 bp. En la región central se encuentran los
genes encargados de realizar el salto o transposición.
También se encuentran los llamados transposones compuestos
que presenta una región central rodeada por dos elementos
IS, estos transposones llevan información genética
adicional. En el mecanismo del salto o transposición
intervienen enzimas tales como la transposasa (produce cortes) y
la resolvasa (actúa en el proceso de
recombinación).

En algunos casos el elemento móvil puede
replicarse antes de saltar dejando una copia en el lugar original
mientras que otras veces puede saltar sin dejar copia e
insertarse en otra región del genoma. Estos elementos
genéticos móviles los podemos encontrar tanto en el
cromosoma bacteriano como en plásmidos y pueden ser
transferidos entre bacterias por los mecanismos de
conjugación, transducción y
transformación.

MUTACIÓN
EN MICROORGANISMOS

El material genético de un microorganismo puede
alterarse por factores endógenos (origen
espontáneo) o exógenos (origen inducido). Existen
distintos niveles mutacionales, por ejemplo cuando la
mutación tiene un efecto puntual en un gen se denomina
mutación génica mientras que si esta afecta a
diversas partes del genoma, la denominamos mutación
genómica. Si la mutación afecta la estructura del
cromosoma (en bacterias) o de los cromosomas (microorganismos
eucariotas; levaduras) las denominamos mutaciones
cromosómicas. Al hablar de mutaciones en microorganismos
debemos tener en cuenta la variabilidad microbiana existente
así como el tamaño de sus genomas (Tabla
1).

Tabla 1: Comparación de genomas de distintos
microorganismos

Las mutaciones que afectan al fenotipo del
microorganismo nos permiten diferenciarlo en algún
carácter en particular respecto del microorganismo con
fenotipo "normal" que sirve de referencia (fenotipo
silvestre).

En última instancia los fenómenos
mutacionales tienen su efecto a nivel de la molécula de
ADN y pueden verse alteradas secuencias o elementos necesarios
para la expresión de un gene o de varios genes
(promotores, secuencias reguladoras, terminadores, etc.). Por
otro lado las mutaciones pueden afectar secuencias moduladoras
tales como operadores.

Las células bacterianas crecen y se dividen
dé tal forma que en uno o dos días una
célula origina millones de ellas, todas
genéticamente idénticas (clones). Las
células que derivan de una de ellas se mantienen juntas
formando la colonia bacteriana (visible al ojo humano,
aproximadamente 10 millones de bacterias). Por lo tanto la
colonia constituye la unidad más importante para la
identificación de células mutantes. Uno de los
desafíos del genetista microbiano consiste en
diseñar estrategias experimentales para el reconocimiento
de colonias mutantes; a tales efectos se emplean los procesos de
réplica, selección y contraselección (Fig
4).

Actualmente existe tecnología adecuada y costosa
para poder identificar células mutantes en forma separada
o sea que mediante estos métodos, la célula
pasaría a ser la unidad de identificación de
fenotipos mutantes.

Una de las técnicas de análisis reciente
de células es la citometría de flujo; que consiste
en tratar a una población celular con un agente
mutagénico y luego se hace pasar por un tubo capilar
iluminado por un rayo de luz que analiza varios parámetros
celulares (tamaño, transparencia celular, emisión
de fluorescencia). Posteriormente mediante un sistema separador
es posible obtener células aisladas con diferentes
características. La posibilidad de marcar a las
células con compuestos fluorescentes aumenta las
posibilidades de separación de las mismas en un
citómetro de flujo.

Fig 4: Procedimientos para la búsqueda de
colonias mutantes. Mediante la réplica se comparan copias
idénticas de colonias en dos o más cajas de Petri
con distintos medios de cultivo (por ejemplo: medio completo y
medio mínimo para identificar mutantes auxótrofos)
o también con igual medio de cultivo pero
distintas

condiciones de temperatura (por ejemplo: cultivos a
30º C y cultivos a 40º C, para identificar
microorganismos termosensibles). El sistema de selección
utiliza el agregado de sustancias que matan a unas células
mientras que otras no se ven afectadas. El sistema de
contraselección se utiliza para la identificación y
análisis de las colonias mutantes ya que se eliminan
primero las que crecen y posteriormente se dejan crecer en
condiciones óptimas a las colonias
supervivientes.

Protótrofo: Cepa de microorganismo capaz de
crecer en un medio mínimo definido a partir del cual puede
sintetizar la totalidad de las moléculas biológicas
complejas que requiere.

Auxótrofo: Cepa de microorganismo
incapaz de sintetizar una molécula orgánica
determinada necesaria para su crecimiento. Se produce su
crecimiento cuando se

suministra en el medio de cultivo el
compuesto requerido.

¿Son frecuentes las mutaciones?

En general las mutaciones espontáneas son poco
frecuentes. Para cuantificar las mutaciones se suelen usar dos
parámetros a) tasa de mutación, y b) frecuencia de
mutación.

La tasa de mutación nos mide la tendencia que
tiene un gen de sufrir mutaciones, y se expresa como el
número de mutaciones que ocurren por cada unidad que mida
la oportunidad de mutar. Dicha unidad puede ser el tiempo de
generación celular o de división celular (tiempo
biológico).

Por frecuencia de mutación se entiende como la
frecuencia de aparición de un mutante en la
población final de bacterias.

Ejemplo: Tasa de mutación será el cociente
entre un evento mutacional (M) en 7 divisiones celulares reales.
Mientras que la frecuencia mutacional se calculará como el
cociente entre la frecuencia de células mutadas en el
total final de la población (2/8= 0.25).

Test de
AMES

Dicho test fue desarrollado por el microbiólogo
Bruce Ames con la finalidad de poder determinar el poder
mutagénico de determinadas sustancias químicas.
Este nos permite en forma rápida evaluar aquellas
sustancias químicas que pueden tener poder
carcinogénico.

En este tipo de análisis se parte de la premisa
de que si una sustancia química ocasiona daño en el
ADN con un efecto mutagénico, también pueden llegar
a tener un efecto carcinogénico. A pesar de esto existen
sustancias que causan cáncer en animales de laboratorio y
son negativas al mismo.

En el test de Ames se emplean diferentes cepas de la
bacteria Salmonella typhimurium de las cuales se le conocen los
tipos de mutaciones que presentan. Estos mutantes han perdido la
capacidad de sintetizar el aminoácido histidina (His) por
lo tanto se dice que son histidina auxotróficos (His-)
pues solo crecen en medios de cultivo a los que se les adiciona
dicho aminoácido. Las cepas salvajes de Salmonella
typhimurium contienen todas las enzimas necesarias para fabricar
el aminoácido His (cepas prototróficas, His
+).

Por lo tanto se evaluara la capacidad o habilidad que
presentan determinados compuestos químicos para producir
mutaciones revertientes (back mutation) o sea que las cepas
mutantes histidina auxotróficas reviertan a cepas salvajes
de Salmonella typhimurium (prototróficas) (Fig
5).

Los principales tipos de mutaciones observadas son a) de
cambio del marco de lectura de genes, que traen como consecuencia
una traducción errónea de los mismos y b)
mutaciones puntuales con sustitución de una base
produciendo un cambio en la secuencia aminoacídica de la
proteína codificada por dicho gen.

Las cepas de Salmonella typhimurium que se utilizan en
el test han sido seleccionadas basándose en la
sensibilidad a sufrir mutaciones. Estas cepas presentan una serie
de características: a) un aumento de la permeabilidad de
la pared celular para permitir el ingreso rápido de la
sustancia a testar (mutantes rfa), b) mutaciones en el sistema de
reparación de daños en el ADN (mutantes
uvrB)

,c) plásmidos R y plásmidos multicopias
que agregan errores durante la acción del sistema
reparador de daños del ADN. Estas cepas se conocen con el
nombre de TA97A, TA98, TA100, TA102 y TA1535.

Con el correr de los años se observó que
existían sustancias que si bien no eran mutagénicas
pero que al ser metabolizadas en organismos superiores
producían metabolitos intermediarios que si tenían
capacidad mutagénica y podían ser potenciales
carcínogenos. Para solucionar parcialmente este problema;
al medio de cultivo empleado en el test de AMES se le
adicionó una mezcla de enzimas de hígado de rata
para simular el metabolismo que sufre la sustancia en un
organismo superior. Este sistema que simula al hígado de
un mamífero se conoce

con el nombre de S-9 y nos permite detectar metabolitos
intermediarios posiblemente carcinogénicos.

Las ventajas del empleo de dicho test son muchas: es
rápido (las bacterias crecen y se dividen
rápidamente), es muy simple (El tiempo aproximado para
obtener un resultado final en este test es de 30 días),
tiene bajo costo económico, es posible testar varias
sustancias al mismo tiempo, utilizando las mismas condiciones es
repetible el resultado obtenido.

Figura 5: Se observa una versión cualitativa del
test de Ames. En la placa de Petri se sembraron cepas de
Salmonella typhimurium que requieren His para su crecimiento
(auxotróficas, His- ). El
disco de papel blanco esta impregnado con una sustancia
carcinogénica (2-aminofluorine). Dicha sustancia produce
un efecto mutagénico en dicha cepa y se observa
crecimiento de diversas colonias alrededor del disco (los
mutantes His- mutan a cepas
prototróficas que crecen en un medio carente de
His).

Resistencia
Microbiana a sustancias antibióticas

En los últimos años el avance de la
industria farmacéutica permitió generar nuevos
antibióticos artificiales para el tratamiento de
enfermedades infecciosas.

Por otra parte esto genero una adaptabilidad de los
microorganismos producto del desarrollo de resistencia. Durante
los años de 1940 al 1950 el uso de las sulfamidas y
penicilinas produjo el surgimiento de cepas bacterianas
resistentes a esas drogas constituyendo un serio
problema.

En Inglaterra el uso de penicilina G produjo en los
staphylococcus aureus un aumento de la frecuencia de cepas
resistentes del 10% al 60%. Existe una fuerte base
genética que permite explicar la resistencia bacteriana a
determinadas drogas. Dentro de los mecanismos
genéticos-moleculares podemos citar: 1) la capacidad de
que se generen nuevas mutaciones en genes localizados en el
cromosomas bacteriano, 2) introducción de plásmidos
R. Estos pueden pasar de una cepa bacteriana a otra mediante
conjugación.

Los plásmidos R presentan una serie de ventajas
adaptativas: a) han evolucionado como respuesta a la
presión selectiva del ambiente como ser, los distintos
antibióticos utilizados por humanos, b) presentan genes de
resistencia a múltiples sustancias antibióticas, c)
pueden trasladarse entre bacterias de la misma especie o de
especies diferentes, d) presentan elementos genéticos
móviles o transposones, e) al no existir presión
selectiva (utilización de antibióticos) las
células bacterianas los van perdiendo como una forma de
"economía" f) no interfieren con otros genes bacterianos
por lo cual las bacterias se desarrollan normalmente mostrando
todo su potencial fenotípico.

En el tema de la resistencia, los seres vivos más
abundantes del planeta (las bacterias) nos permiten comprobar la
teoría "Darwiniana" de la supervivencia de los más
aptos. Como mecanismos bioquímicos implicados en el
fenómeno de la resistencia podemos citar :
disminución en la permeabilidad a absorber el
antibiótico, inactivación enzimática de la
sustancia antibiótica, modificación del "blanco" o
"diana" sobre la que actúa el antibiótico,
síntesis de una enzima de resistencia.

La disminución de la permeabilidad puede estar
dada por: modificaciones a nivel de la membrana externa (barrera
natural), por la existencia de mecanismos de bomba de
expulsión que envía al exterior al
antibiótico luego de su entrada, alteraciones en el
mecanismos, por alteraciones en el mecanismo de transporte del
antibiótico.

En el caso de las tetraciclinas por ejemplo hay
bacterias que presentan transposones tipo el Tn10 o el Tn1721 que
codifican proteínas con la función de expulsar al
antibiótico desde el interior al exterior de la
célula. En el caso de los antibióticos
beta-lactámicos (penicilina, cefalosporina) los
plásmidos R presentan genes que codifican para enzimas
beta lactasas (penicilasas, cefalosporinasa) que abren el anillo
lactámico y hacen que el antibiótico pierda su
acción. En el caso de la resistencia generada al
cloranfenicol , esta viene dada por una enzima inactivante del
mismo, denominada cloranfenicol-acetiltransferasa (CAT). Uno de
los genes que codifica para la CAT forma parte del
transposón Tn9 . La presión selectiva
contínua va generando nuevos mecanismos de resistencia
como la creación de nuevas enzimas resistentes.

RESISTENCIA
BACTERIANA Y SU RELACIÓN CON LA
BIOTECNOLOGÍA

La construcción biotecnológica a gran
escala de plantas modificadas genéticamente (plantas
transgénicas) plantea una serie de problemáticas.
Una de ellas es la posibilidad de generar resistencia a los
antibióticos por parte de las bacterias que habitan el
mismo ecosistema. Este fenómeno podría producirse
mediante la migración de genes de resistencia
antibiótica desde la planta transgénica a las
bacterias.

Este efecto boomerang (retorno de los genes hacia las
bacterias) podría generar bacterias con alta resistencia a
los antibióticos, patógenas para el hombre y los
animales (Fig 6).

El proceso de transgénesis supone la
introducción de un gen extraño, llamado
transgén en el genoma de un organismo vivo. Este
transgén aportará una ventaja

ecológica, nutricional, farmacéutica, o
permitirá avanzar en las investigaciones sobre
regulación génica en eucariotas. Para la
realización de este proceso en los laboratorios de
biología molecular es necesario manipular los genes para
obtener la clonación de los mismos. Esta técnica
exige el uso de vectores de clonación

portadores de genes de resistencia a sustancias
antibióticas (tabla 2).

Tabla 2: genes de resistencia a sustancias
antibióticas más frecuentemente utilizados en los
procedimientos de transgénesis en vegetales.

Actualmente se ha demostrado que las transferencias de
ADN pueden establecerse entre reinos muy alejados como el
procariota (bacterias) y el reino vegetal. En este caso
estaríamos hablando de transferencia entre un organismo
eucariota (planta transgénica) y un organismo procariota
(bacteria). Dicho proceso se muestra favorecido por el cultivo
intensivo de una planta que porta un gen de resistencia a un
antibiótico provocándose un aumento del
número de copias de este gen en el ecosistema. En
teoría este proceso es totalmente viable de ahí la
preocupación de las empresas biotecnológicas
destinadas a la producción de plantas mejoradas por estas
técnicas.

La transferencia horizontal de información
genética se efectúa en tres etapas: a)
transferencia del ADN, b) estabilización del mismo en un
nuevo ser vivo (huésped receptor), c) expresión del
gen en dicho huésped.

Fig 6: Bacterias patógenas (Staphylococcus
aureus) que desarrollan una resistencia cada vez mayor a los
antibióticos de uso frecuente. Problema preocupante en
hospitales de salud

humana y salud animal.

¿Cómo puede transferirse un gen de
resistencia antibiótica desde una planta
transgénica a una bacteria?

El efecto boomerang del cual hablamos puede producirse
por dos mecanismos. El primero de ellos podría ocurrir en
el tubo digestivo de animales o seres humanos que ingieren una
planta transgénica o un derivado de la misma. Pensemos que
en el tubo digestivo encontramos una gran variedad de cepas
bacterianas comensales que se encuentran en distintos estados
fisiológicos. Algunas bacterias podrían encontrarse
en estados de competencia donde por permeabilidad pueden recibir
un gen codificador de resistencia antibiótica liberado por
la planta durante la digestión (ej. gen bla
TEM-1 de 858 bp). A su vez el contacto
íntimo entre las bacterias podría favorecer el
intercambio de este material genético dentro del tubo
digestivo (transferencia horizontal entre distintas especies
bacterianas) generándose cepas resistentes. El segundo
mecanismo mediante el cual puede generarse el efecto boomerang
sería el pasaje de genes desde la planta
transgénica en descomposición (raíces) hacia
bacterias del suelo. Este mecanismo se ve favorecido por la
resistencia y estabilidad de la molécula de ADN en los
suelos y por la eficacia de las bacterias del suelo para
incorporar material hereditario.

¿Cómo puede estabilizarse el o los genes
de resistencia incorporados?

La estabilización de dichas secuencias de ADN
puede realizarse por la llamada recombinación
homóloga entre secuencias que están a ambos lados
del gen de resistencia y el ADN de la célula bacteriana
receptora. Holliday en 1964 propone un modelo de
recombinación mediante el proceso de rotura-reunión
donde se constituye un ADN híbrido e intervienen una serie
de proteínas (RecA, RecBCD, ligasas) (fig 7). En este
proceso de estabilización, el gen se incorporará al
cromosoma bacteriano y se transmitirá a la descendencia de
manera estable.

Otro de los procesos de estabilización de
material genético extraño puede darse a
través de elementos genéticos móviles
(transposones) o plásmidos no

integrativos. En estos casos la transmisión puede
ser vertical (a la descendencia)

u horizontal (entre bacterias).

¿Qué alternativas existen para evitar
estos problemas?

Si bien los genes de resistencia a sustancias
antibióticas son los más utilizados como marcadores
de selección en las técnicas de ingeniería
genética, una de las alternativas viables sería
sustituir a dichos marcadores por otros menos
problemáticos. Actualmente se empezó a utilizar un
gen de resistencia a un herbicida que sería de mayor
utilidad en los procesos de selección de plantas
transgénicas.

Otra solución sería realizar
construcciones separadas o sea el gen marcador y el gen de
interés (transgén) e integrarlos en sitios
diferentes del genoma para posteriormente realizar cruzamientos
entre estas plantas transgénicas y seleccionar aquellas
que solo heredan el transgén y no el gen
marcador.

La tercer alternativa consistiría en colocar a
ambos lados del gen marcador secuencias especiales que
posteriormente con la utilización de enzimas de
restricción se podrían cortar y eliminarlas junto
con el gen marcador.

Fig 7: Modelo de Holliday para explicar los
fenómenos de recombinación
genética.

DIRECCIONES DE
INTERNET DE IMPORTANCIA EN GENÉTICA
MICROBIANA

http://www.sci.sdsu.edu/~smaloy/MicrobialGenetics/topics/genomics/genom
es.html (secuenciación de genomas)

http://www.sci.sdsu.edu/~smaloy/MicrobialGenetics/
Genetica microbiana

http://www.ucm.es/info/mfar/enlaces.htm
(direcciones útiles en internet).

http://www.microbeworld.org/
(portal de microbiología)

BIBLIOGRAFÍA

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Transgénicas y antibióticas. Mundo
Científico.

192, 20-23, 1998.

ffi Griffiths y col. Genética.
Editorial Interamericana. McGraw- Hill.1995.

ffi Iañez, E. Curso de microbiologia
general. (1998).Web-internet.
eianez@goliat.ugr.es.

ffi Pellón, J. La ingenieria
genética y sus aplicaciones. Editorial

Acribia.1986.

ffi Sánchez, A &
Martinéz, J. Genética microbiana. Editorial
Sintesis.

1998

ffi SRB, A; Owen, R & Edgar, R. Facetas
de la Genética. Selecciones de Scientific American.
1978.

ffi Stanfield, D. Genética.
Editorial Losa. 1992.

ffi Tamarin, R.H. Principios de
Genética. Editorial Reverté, S.A. 1997.

Autor:

Dra. Phd. Silvia
Llambí

Prof. Adjunto Area
Genética

Material de Apoyo Docente al Curso de
Microbiología

FACULTAD DE VETERINARIA DEPARTAMENTO DE
BIOLOGÍA MOLECULAR Y CELULAR

AREA GENÈTICA

2004