Plantas nativas de Huancavelica (Congalla)

I.
RESUMEN

Este trabajo reúne y analiza las diversas
técnicas y principales experiencias en propagación
vegetativa a través de estacas de especies arbóreas
nativas de la Amazonía peruana, como base para iniciar
acciones de mejoramiento genético y producción de
germoplasma a escala comercial; para ello se realizó una
revisión exhaustiva de las fuentes orales, escritas y
digitales; además, de seleccionar un grupo de especies por
su importancia económica, ecológica,
agroindustrial, desarrollo tecnológico y potencial de ser
incluidos como parte del sistema agroforestal.

Dentro de las diversas técnicas de
propagación existentes, debemos destacar a la
propagación vegetativa por el método de estacas
juveniles, reconocida como uno de los procesos de mayor impacto
tecnológico, por su eficiencia en la obtención de
altos porcentajes de enraizamiento, la reducción del
tamaño de la estaca que permite una mayor eficiencia del
material vegetativo; gran aplicabilidad por su práctica
implementación y mayor viabilidad económica para el
establecimiento de plantaciones clonales a gran escala. La
investigación realizada en el IIAP, en los últimos
20 años, son la mayor referencia tecnológica en el
desarrollo de técnicas y experiencias innovadoras de
propagación vegetativa en especies arbóreas nativas
de la Amazonía peruana. Se recomienda la
elaboración de protocolos de propagación como una
alternativa viable y apropiada para el repoblamiento y
conservación de las especies arbóreas.

II.
INTRODUCCION.

La Amazonía peruana, cuenta con una importante
diversidad de especies arbóreas, las mismas
que vienen sufriendo una fuerte "presión" debido a
actividades, en muchos casos informales, pero que mueven gran
parte de la economía regional, como la extracción
de especies forestales, la agricultura migratoria y la
ganadería; estas actividades han traído
impactos negativos en el ecosistema amazónico,
dentro de ellas la propia existencia de las especies, lo cual se
ve reflejado en la escasa disponibilidad de la semilla selecta,
el corto período de viabilidad, el alto costo de la misma
y la calidad genética heterogénea de
sus descendientes.

Frente a este panorama urge contar con
tecnologías de propagación asexual o vegetativa, ya
que con ella, se podría evitar la absoluta dependencia de
la semilla botánica, conservar germoplasma valioso y
multiplicar los genotipos superiores de las principales especies;
obteniéndose así, una mayor uniformidad en las
cosechas; considerando el planeamiento de plantaciones en bloques
monoclonales que nos permita controlar mejor los posibles ataques
de plagas y enfermedades.

Uno de los principales inconvenientes para la
propagación por estacas, es la selección de clones
con características sobresalientes que pueda ser usado
como plantas madres; asimismo, definir para cada especie la mejor
metodología de propagación; por lo que, es urgente
desarrollar tecnologías viables y apropiadas a la realidad
amazónica.

Uno de los métodos de propagación
vegetativa con mayor aceptación es el de "enraizamiento de
estacas juveniles" (Zobel y Talbert, 1988), pero es poco lo que
se conoce sobre las técnicas de propagación por
estacas aplicadas a especies frutales y forestales
amazónicas, más aun orientadas a la
producción comercial. No obstante, existen algunas
experiencias exitosas de propagación vegetativa de
especies exóticas como pino, eucalipto y teca a escala
comercial, que han permitido demostrar su viabilidad. El
éxito del proceso consiste en generar técnicas que
provean estacas en forma sostenible, por ejemplo
material proveniente de huertos de multiplicación o
jardines clónales, establecidos y manejados en
áreas cercanas al vivero; luego, es importante definir las
técnicas apropiadas, ya que el enraizamiento está
supeditado a factores externos como las condiciones ambientales e
internos propios de la estaca y finalmente se deben conocer las
pautas de aclimatación y manejo en vivero apropiadas para
cada especie.

La presente monografía, reúne las diversas
técnicas y principales experiencias de propagación
vegetativa por estacas del camu camu, cacao, sacha inchi, cedro,
caoba, tornillo, ishpingo, sangre de grado y uña de gato,
que podrían ser de utilidad para iniciar acciones de
mejoramiento genético y repoblamiento a escala comercial
en la Amazonía peruana.

III. LA
CLONACIÓN DE PLANTAS: UNA ANTIGUA
TÉCNICA

La reproducción en la plantas

El mejoramiento de los cultivos por la mano del hombre
no es una práctica nueva. De hecho, desde los comienzos de
la agricultura el hombre aprendió que podía obtener
nuevas plantas con características que les resultaban
más útiles y beneficiosas.

Se estima que la agricultura tuvo sus comienzos hace
unos 12.000 años, cuando los antepasados del ser humano
comenzaron a domesticar las especies vegetales y se convirtieron
de recolectores nómades a campesinos
sedentarios.

La actividad agrícola continuó su
desarrollo a medida que el hombre comenzó a mejorar las
características de las plantas para su beneficio, y las
adaptó a las condiciones climáticas y a las
características del suelo. Así aprendió que
podía obtener plantas mejoradas a partir del cruzamiento
de dos tipos de progenitores con buenas características, o
a partir de segmentos de una única planta.

La formación de nuevas plantas a partir de dos
progenitores constituye el proceso de reproducción sexual.
Cada progenitor aporta sus gametas (células sexuales) que
se unen y forman el cigoto, la primera célula del nuevo
individuo que contará con una combinación de
material genético de ambos progenitores. De este modo, los
descendientes pueden heredar una combinación de rasgos que
le ofrecen ciertas ventajas adaptativas en diferentes condiciones
ambientales.

A diferencia de la reproducción sexual, que
aporta gran diversidad a la descendencia, la reproducción
asexual se caracteriza por la presencia de un único
progenitor que se divide, y da origen a individuos
genéticamente idénticos al progenitor y entre
sí. Este tipo de reproducción se utiliza para
obtener plantas que son copias (clones) de la planta original
seleccionada por sus buenas características
agronómicas.

La reproducción asexual o clonación en las
plantas

La clonación de plantas existe hace miles de
años. Los agricultores y floricultores la practican desde
hace muchos años para la producción de plantas
ornamentales y alimenticias que son copias del progenitor. En la
actualidad una gran cantidad de plantas de valor
comercial, como las bananas, uvas y naranjas sin semilla, entre
muchas otras, han perdido la capacidad de producir semillas y
deben ser propagadas por procesos de reproducción
asexual.

El siguiente esquema resume las variadas formas que
puede utilizar el hombre para reproducir asexualmente una planta
y obtener copias idénticas o clones:

La multiplicación vegetativa

La multiplicación o propagación vegetativa
es posible ya que cada una de las células de un vegetal,
posee la capacidad de multiplicarse, diferenciarse y generar un
nuevo individuo idéntico al original. A esta
característica se la denomina
totipotencialidad.

Por ejemplo, la multiplicación se produce a
partir de las partes vegetativas de la planta, como las yemas,
hojas, raíces o tallos que conservan la potencialidad de
multiplicarse para generar nuevos tallos y raíces a partir
de un grupo de pocas células.

La multiplicación vegetativa comprende desde
procedimientos sencillos, como la propagación por gajos o
segmentos de plantas, hasta procedimientos más
complejos como es el cultivo de tejidos in
vitro:

1) Propagación a partir de esquejes,
estolones, rizomas o tubérculos. Estos son diferentes
segmentos de las plantas que conservan la potencialidad de
enraizar.

§ Esquejes. Muchos árboles y arbustos
cultivados, son reproducidos a partir de esquejes o segmentos de
tallos que, cuando se los coloca en agua o tierra húmeda,
desarrollan raíces en sus extremos. Uno de los ejemplos
más conocidos es el árbol de sauce que tiene una
gran capacidad para formar raíces y crecer. Los
esquejes pueden ser también de hoja, como los que se
utilizan en la reproducción asexual de la
begonia.

§ Estolones. Muchas plantas, como la fresa y
la frutilla, desarrollan tallos delgados, largos y horizontales,
llamados estolones. Éstos crecen muchos centímetros
a ras de la tierra y producen raíces adventicias que, en
cada nudo, dan origen a una nueva planta erguida. También
hay distintos tipos de pastos, como el gramón
y el trébol blanco que se reproducen de esta
forma.

§ Rizomas. Otras plantas se extienden por
medio de tallos denominados rizomas, que crecen bajo la
superficie de la tierra. Muchas plantas aromáticas como el
jengibre, menta, orégano, estragón y romero se
reproducen a través de rizomas. Algunas malezas como la
"pata de tero" y otras consideradas como plagas, son muy
difíciles de controlar porque se extienden también
por medio de estolones o rizomas.

§ Tubérculos. Los tubérculos
son tallos subterráneos engrosados por acumulación
de sustancias alimenticias, y sirven también como medio de
reproducción. Ejemplos típicos de tubérculos
son las papas y las batatas. Algunas de las variedades de papa
que se cultivan casi nunca producen semillas, y deben ser
propagadas plantando un trozo de tubérculo que tenga una
yema u "ojo" del cual surgirán nuevas raíces y
tallos. De esta forma se origina una nueva planta de papa,
genéticamente idéntica a la que le dio
origen.

2) Propagación por injertos. El injerto es
la unión del tallo de una planta, con el tallo o
raíz de otra, con el fin de que se establezca continuidad
en los flujos de savia bruta y savia elaborada, entre el tallo
receptor y el injertado. El tallo injertado forma un tejido de
cicatrización junto con el tallo receptor y queda
perfectamente unido a él pudiendo reiniciar
su crecimiento y producir hojas, ramas y flores. Esta
técnica es muy antigua y ya era practicada
por los horticultores chinos desde tiempos remotos. Tiene grandes
ventajas, sobre todo para el cultivo de árboles
frutales, pues permite utilizar como base de injerto
plantas ya establecidas que sean resistentes a condiciones
desfavorables y enfermedades, utilizándolas como
receptoras de injertos de plantas más productivas y con
frutos de mejor calidad y mayor producción.

Una de las industrias que recurren con mayor frecuencia
a esta técnica es la vitivinicultura o cultivo de la vid
para mejorar la producción de viñedos. Con gran
frecuencia las plantas productoras de uvas de baja calidad, pero
muy resistentes a la sequía y a las enfermedades,
son injertadas con segmentos de vides de alta
producción y calidad.

Injerto de cítricos

3) Propagación de tejidos vegetales en cultivo
in vitro.

El cultivo de tejidos consiste en aislar una
porción de la planta (explanto) y proporcionarle
artificialmente las condiciones físicas y químicas
apropiadas para que las células expresen su potencial de
regenerar una planta nueva. Estas técnicas se realizan en
el laboratorio en recipientes de vidrio (in vitro), en
condiciones de asepsia para mantener los cultivos libres de
contaminación microbiana. Las plantas se desarrollan en un
medio de cultivo que está compuesto por macronutrientes,
micronutrientes, gelificantes y compuestos orgánicos tales
como hidratos de carbono, vitaminas, aminoácidos y
reguladores del crecimiento. Así, se puede lograr la
propagación masiva de plantas genéticamente
homogéneas, mejoradas, y libres de microbios. La
técnica de cultivo in vitro se encuentra
ampliamente desarrollada en el cuaderno N° 35.

La Apomixis

La apomixis es un recurso muy útil para la
agricultura, por el cual se obtienen plantas genéticamente
iguales a la planta madre a través de la
propagación por semilla sin que haya ocurrido
fecundación de la gameta femenina. Por lo tanto, las
semillas apomípticas contienen embriones cuyo origen es
totalmente materno. Actualmente, la propagación por
apomixis está tomando más fuerza ya que representa
una forma de clonación de plantas a través de
semillas, que brinda la oportunidad a los agricultores de
desarrollar nuevos y únicos cultivares de especies. La
propagación de cítricos usando semilla
apomíctica es la forma de propagación más
utilizada y eficiente. Muchos pastos comerciales también
se propagan de esta forma, tales como Paspalum
notatum "pasto horqueta", Pennisetum ciliare "pasto
buffel" y Poa pratensis L. "blue grass o pasto azul de
Kentucky".

Aunque las causas de la formación del
embrión sin fecundación sean aún
difíciles de determinar, la apomixis constituye una forma
de reproducción de especies que asegura un mejor control
en la producción. Debido a que no hay intercambio de
material genético, la apomixis permite la
reproducción de especies con características
favorables, resaltando su eficiencia y la producción de
semillas de alta calidad. Es decir que esta técnica
combina las ventajas de la propagación por semilla (por
fecundación) y los métodos de propagación
vegetativa.

La clonación de plantas y su uso en la
biotecnología moderna

La clonación de plantas, fundamentalmente el
cultivo in vitro, constituye un paso fundamental en la
obtención y regeneración de plantas
genéticamente modificadas, o transgénicas. La
obtención de una planta transgénica mediante
técnicas de Ingeniería Genética depende de
la introducción de ADN foráneo en su genoma que
determina la manifestación de un nuevo rasgo de
interés. Normalmente se utilizan cultivos de tejidos,
seguido de la regeneración de la planta completa y la
subsiguiente expresión de los genes introducidos, o
transgenes (Ver El Cuaderno N° 18 y Nº 28).

El avance de la Ingeniería Genética
vegetal se debió principalmente al desarrollo de dos
importantes técnicas durante la década de los
80:

ü Regeneración de plantas
completas y fértiles a partir de cultivos de
células o tejidos in vitro.

ü Introducción de ADN
foráneo en la planta, seguido de su inserción en el
genoma y su expresión (expresión de la
proteína recombinante).

Mediante estas técnicas se han podido regenerar
casi todas las plantas de interés agrícola:
cereales, leguminosas, hierbas forrajeras, caña de
azúcar, papaya, plátano, y de aquí la
importancia del cultivo in vitro como paso fundamental para la
obtención y regeneración de plantas
genéticamente modificadas.

IV.
CLONACIÓN DE PLANTAS POR ESTACAS DE ARBOREAS DE LA
AMAZONIA PERUANA

Esta actividad se propone realizar la
propagación del tipo de plantas dependiendo a las
condiciones físicas del lugar donde se quiere
emplear.

MATERIAL DE TRABAJO

ü Plantas:

4.1. ESPECIES FRUTALES CON POTENCIAL
AGROINDUSTRIAL

La propagación vegetativa de especies frutales a
través de estacas es posible realizarla, para producir
plantaciones uniformes y para conservar individuos con
características genéticas importantes. A
continuación, se describen algunas experiencias en
propagación vegetativa por estacas de especies frutales de
valor agroindustrial de la Amazonía peruana.

4.1.1. CAMU CAMU

a. Descripción botánica

Nombre Científico : Myrciaria dubia H.B.K.
Mc Vaugh

Familia : Myrtaceae

Es una planta arbustiva, arborescente perenne, por su
arquitectura se distinguen tres tipos de plantas, el tipo
columnar, el intermedio y finalmente el tipo copa abierta o
cónica, que es la planta ideal (Correa y Aldana, 2007;
citado por Torres, 2010); en general, alcanza una altura promedio
de 5.1 m con variación desde 2.4 hasta 6.5 m de altura. La
inflorescencia es axilar, las flores agrupadas de 1 a 12, son
subsésiles; cáliz tiene 4 lóbulos ovoides y
la corola cuatro pétalos blancos; ovario es ínfero,
el androceo cuenta con 125 estambres. Las hojas varían
entre 4.5 y 12 cm de longitud y el ancho entre 1.5 y
4.5 cm, ápice muy puntiagudo y base redondeada, a
menudo algo asimétrico (IIAP, 2004).

El fruto es una baya de color rojo oscuro, hasta negro
púrpura al madurar; de 2 a 4 cm de diámetro; con 1
a 4 semillas por fruto, siendo lo más común 2 a 3
semillas. Las semillas son reniformes, aplanadas con 8 a 11 mm de
longitud, cubiertas por una vellosidad blanca (Oliva, 2002;
citado por Puente, 2008). El rendimiento de la semilla, cascara y
pulpa es de 24, 21 y 55%, respectivamente. El
método de propagación convencional es por
semilla botánica, siendo porcentaje de
germinación de 92.5 %, utilizando aserrín como
sustrato y semillas medianas y pequeñas (Mamani, 1993),
este resultado lo confirman Calzada (1993); Correa y Aldana
(2007) citado por Torres (2010) quienes afirman que la semilla
tiene un porcentaje de germinación superior al 90% cuando
son recién separadas del fruto.

Figura Nº1: Plantación de camu camu (M.
dubia) en caserío Pacacocha, Ucayali Perú. (Tomado
de Puente, 2008).

El camu camu es originario de la región
Amazónica, crece naturalmente en las orillas de los
ríos, pequeños charcos y cursos menores de agua en
esta región; se encuentra en estado silvestre en forma de
rodales naturales en el Perú, Colombia, Brasil, Venezuela
y Ecuador; sin embargo su mayor concentración y diversidad
se encuentra en la Amazonia Peruana (Correa, 2001; citado por
Torres, 2010). Su hábitat natural son los suelos
inundables, sin embargo, se adapta a suelos con buen drenaje y
regímenes hídricos con sequías hasta dos
meses, tolera suelos ácidos, baja fertilidad y climas con
precipitaciones pluviales de 1700 a 4000 mm/año (TCA,
1996).

b. Valor agroindustrial e importancia
económica:

IIAP (2001) citado por Puente (2008), manifiesta que
debido a la elevada concentración de ácido
ascórbico, M. dubia, es considerado como frutal nativo de
primer orden para la agroindustria. Sin embargo, hay
una alta variabilidad genética que origina una
heterogénea calidad en cuanto al el contenido de
ácido ascórbico, cuyos valores se encuentra en un
rango de 404.9 a 3253 mg/100 g de pulpa (IIAP, 2006; citado por
Puente, 2008) y 1380 a 6112 mg/100 g de pulpa
(Yuyama et al., 2002; citado por Silva et al.,
2009)

4?079,936 (VERITRADE, 2008; citado por INIA, 2009),
entre sus principales mercados para la exportación de la
pulpa están Japón (52.38 %), Holanda (27.22 %),
Estados Unidos (15.32 %), Canadá (2.96 %) y otros (2.12 %)
(SIICEX, 2009). En este sentido, podemos considerar al camu camu
como la primera especie nativa de importancia
económica que se desarrolla en suelos inundables
(IIAP, 2004).

c. Propagación por estacas

Santana (1997) logró obtener 56 y 48 % de
enraizamiento con tratamiento de 200 y 2000 ppm de ANA
respectivamente por 12 horas de inmersión, usando estacas
semileñosas de 1 cm de diámetro y 20
cm de longitud, con arena y aserrín como sustrato y bajo
sistemas de nebulización con 4 riegos diarios.

Oliva (2005), consiguió 80 y 60% de enraizamiento
en M. dubia con tratamientos de 200 ppm de AIB por 48 horas de
inmersión, seguido por 200 ppm de AIB por 24 horas de
inmersión, respectivamente, uso estacas leñosas de
25 cm de longitud y 2 cm de diámetro, provenientes de
ramas laterales de las plantas de 9 años en desarrollo
vegetativo, en camas cubiertos con plástico de
polietileno. Oliva (2005) logró 55 y 41% de enraizamiento
con tratamientos de 400 ppm de AIB + ANA por 24 horas de
inmersión y 400 ppm de AIB + ANA por 48 horas
de inmersión, respectivamente, empleando estacas
semileñosas proveniente de plantas de 7 años de la
estación experimental del IIAP Pucallpa.

INIA (2005) logró en 90 días un 40 a 50 %
de enraizamiento en estacas de madera dura de 3 cm de
diámetro, en sustrato de tierra agrícola con
aserrín, con riegos frecuentes y bajo sombra.
Además, consiguieron 100% de enraizamiento utilizando la
técnica de acodado aéreo para lo cual realizaron el
anillado completo de 2 cm en ramas de 2.5 a 3 cm de
diámetro.

d. Metodología de
propagación.

Para determinar las plantas selectas de camu camu que se
van a emplear en la instalación del jardín clonal,
se efectúan evaluaciones en plantas promisorias por varios
años, tomando para ello, criterios como elevados
rendimientos, producción en forma continua, alto contenido
de ácido ascórbico, precocidad, tamaño de
fruta, forma de la copa, resistencia a plagas y enfermedades
(Pinedo et al., 2004). Para la obtención de los brotes, se
realiza una poda a nivel terciario en las plantas selectas
manejada agronómicamente, abonadas con gallinaza o humus,
se utiliza riego por goteo en época de verano,
fertilización foliar orgánica cada 10 días,
control fitosanitario y deshierbos. Bajo estas condiciones se
realiza no menos de 4 cosechas por año (Referencia
personal, Abanto 2010).

La rama adecuada para la propagación por estaca,
es aquella que esta lista para florear, Las estacas se preparan
de la parte apical y media, su longitud varia de 9.0 a 12 cm, se
utilizan en promedio 4 hojas por estaca, luego se poda cada
hojita hasta un 30 % del área foliar y se colocan en la
cámara húmeda a 5 x 5 cm de distanciamiento entre
estacas y a 3 cm de profundidad (Puente,
2008).

Después del proceso de enraizado que es cercano a
60 días (Figura 18), sigue el proceso de
aclimatación en la cámara, que consiste en abrir
gradualmente la tapa de la cámara de hasta 20 cm cada 6
días durante los 30 días siguientes (Puente, 2008),
luego se realiza el repicado y se lleva a la zona de
aclimatación por 60 días con manejo de riego y
sombra, al suelo se le abona previamente con 5 kg de
humus/m², se aplica además abono foliar cada 10
días, cabe indicar que en esta etapa hay un 5 % de
mortalidad; finalmente, se pasa a etapa de viverización
por 90 días, con los mismos cuidados de plantas de vivero,
adquiriendo la planta una altura aproximada de 70 cm que es
cuando están listas para campo definitivo. Bajo esta
metodología es posible conseguir plantones listos para
campo definitivo en 240 días (Referencia personal, Abanto
2010).

Por tanto, podemos afirmar que la propagación
vegetativa a través de estacas de M. dubia en
cámaras de sub-irrigación es efectiva y puede ser
una alternativa técnicamente factible para obtener
producción de clones altamente productivos y
uniformes con fines de cultivo; Sin embargo, el material
vegetativo para propagación es escaso por lo que es
recomendable la selección y el manejo de plantas madres
promisorias (jardines clonales).

4.1.2. CACAO

a. Descripción botánica

Nombre Científico : Theobroma cacao
L.

Familia : Sterculaceae

El árbol de cacao alcanza una altura de 6 a 8
metros, las rama son dimórficas, unas crecen verticalmente
hacia arriba y otras oblicuamente hacia afuera (Figura 19); la
raíz es pivotante; la hoja del cacao tiene dos estipulas
que se desprenden tempranamente, la lamina es simple de forma que
va de lanceolada a casi ovalada, con margen entero, nervadura
pinnada y ambas superficies glabras, la brotación de yemas
y de nuevas hojas es termo periódica; las flores son
caulifloras, la inflorescencia es una cima decaciforme, un solo
cojín floral contiene de 40 a 60 flores (Hardy,
1961).

La fruta del cacao es una drupa comúnmente
llamada mazorca (Hardy, 1961) de 15 a 25 cm de largo y 10 cm de
diámetro (León, 2000; citado por Mata, 2006) pesa
300 a 400 gr. es de forma, tamaño y color variable, la
pared del fruto es gruesa y dura, presenta cinco surcos profundos
y superficiales. La fruta tiene de 25-50 pepas de semilla en
forma de almendra. Las almendras son de forma oval, alargadas y
redondeadas y miden hasta tres centímetros de longitud; el
cacao es una planta alogama, las flores aparecen al principio de
la época de lluvias y son polinizadas por insectos (Luna y
Quico, 2005). Por año una planta produce entre 100,000 y
150,000 flores, de los cuales solo se fecundan entre 0.1 y
0.3 % cuyos frutos maduran entre 5 a 6 meses después
de la fecundación (León, 2000 citado por Mata,
2006). La semilla es recalcitrante, germinan a los 4 o 6
días después de la siembra, un kilogramo de puede
contener 440 semillas.

A nivel mundial, las enfermedades son el principal
factor biótico que limita la producción cacaotera
al causar pérdidas entre 30 y 40%, en los países
productores de América, las enfermedades con mayor
presencia son la moniliasis (Moniliophthora roreri), escoba de
bruja (Crinipellis perniciosa) y la mazorca negra (Phytophthora
palmivora) (CCI, 2001 citado por Mata, 2006). Por lo
que se realizan esfuerzos por seleccionar material resistentes a
estas enfermedades (Mata, 2006).

Figura Nº 2: Arbusto de cacao (T. cacao) en plena
fructificación (Tomado de Aldana,
2009).

El género Theobroma es originario de la cuenca
alta del río Amazonas que comprende países como
Colombia, Ecuador, Perú, Bolivia y Brasil, siendo en esta
región donde la especie Theobroma cacao presenta la mayor
variación (Mata, 2006). Crece en topografía plana u
ondulada, en terrenos que sobrepasen el 50 % de pendiente, exige
temperaturas medias, protección de la insolación
directa; precipitación anual entre 1,300 a 2,800
mm/año. Especie umbrófila, se desarrolla bajo dosel
cerrado.

b. Valor agroindustrial e Importancia
económica:

Según datos de la World Cocoa Foundation (2006)
en la actualidad existen en el mundo entre cinco y seis millones
de productores de cacao, cuya producción supera las tres
millones de toneladas por año. De manera que, la
producción de cacao de calidad para la exportación
se perfila como una oportunidad económica de gran
importancia para extensas y numerosas zonas de la
Amazonía, (PROAMAZONÍA, 2004). Por su parte,
en la Amazonía Peruana presenta una gran
diversidad genética del cacao, es particularmente uno de
los cultivos con mayor potencial que bien podría
aprovecharse con técnicas sencillas por parte de los
productores; es también muy utilizado en
agroforestería (PROAMAZONÍA, 2004).

c. Propagación por
estacas

El Instituto Nacional de Investigaciones Agropecuarias
de Ecuador (1995), logró enraizamiento con el 86 % de
"prendimiento", en ensayos en T. cacao, con tratamientos de
desinfección + arena + fertilización + humus +
Benomil con AIB y ramilla tipo proximal con tres
hojas.

Sena-Gomes et al. (2000) citado por Sodré (2007)
identificaron clones con enraizamiento superiores a 70%,
además, clones resistentes a la escoba de bruja, resultado
que evidencia que el genotipo tiene una fuerte influencia en la
tasa de sobrevivencia de las estacas leñosas y
semileñosas.

En consecuencia, podemos afirmar que los factores
más importantes para la propagación por estacas en
esta especie es el nivel de sombra cercano al 50%, la alta
humedad a través de riego frecuente y de corto tiempo, el
estado nutricional de la planta madre, la época de
extracción de los brotes y el tipo de clon. Es posible
obtener enraizamiento superior al 90 % en rangos de 45 a 60
días.

d. Metodología de
propagación:

Las estacas deben obtenerse de un jardín de
plantas élites (Sodré, 2007), manejado bajo un
nivel de sombra cercano al 50 % (Mata, 2006). Se utilizan estacas
de ramas plagiotrópicas, de 4 a 8 cm (Sodré, 2007)
y 20 cm (Leite y Martins, 2007) de longitud con tres a cuatro
yemas, y tres hojas reducidas a 2/3 de su tamaño original
(Leite y Martins, 2007). Se aplica hormonas (6000
ppm de AIB) y de inmediato se siembra en ambientes con 50 % de
sombra (CATIE, 2006) esto bajo condiciones de invernadero y
sistema de nebulización Según Paredes
et al. (2004) el mayor prendimiento de las estacas resulta
en suelo y aserrín; Sodré (2007)
recomienda como sustrato al tegumento de la misma almendra del
cacao, arena y la fibra de coco.

La formación de callos se da en la primera
semana, las raíces primarias surgen a partir de los 15
días después de la formación de callos, el
tiempo de enraizamiento fue de 35 días (Sodré et
al, 2007), aplicando riego de poca intensidad y de alta
frecuencia en los sistemas de nebulización (Mata, 2006;
Leite y Martins, 2007). En consecuencia, la propagación
vegetativa por medio de estaquillas, es un método
confiable y efectivo para la obtención de plantas de T.
cacao, además, brinda la posibilidad de conservar los
caracteres de interés de los genotipos seleccionados
(Mata, 2006).

En el caso sistemas cerrados, es posible lograr 90% de
enraizamiento, en estacas semileñosas de 30 a 40 cm de
longitud provenientes de plantas selectas, dejando un
mínimo de tres y un máximo de cinco hojas apicales,
a los cuales se les recorta el 50% de su área foliar, es
importante secar el exceso de agua en las hojas y tallo, se
efectúa el corte en bisel del extremo basal y luego se
aplica la hormona en talco en la parte basal y se siembra en
bolsas de polietileno de medidas de 17 por 30 cm, conteniendo
sustrato mezclado con tierra, arena y materia orgánica a
proporción de 1:1:1, previamente éstas, se colocan
en hileras de cuatro bolsas de ancho y la longitud que permita el
vivero, con separación de 60 a 80 cm entre calles y se
riegan con agua limpia dejando a capacidad de campo,
además, una iluminación del ambiente al 30%; una
vez sembradas las estacas se tapa con plástico
transparente sellando con tierra por los cuatro lados de tal
manera que no entre ni agua ni aire (Figura 21). Se mantiene las
estacas bajo este sistema por 45 a 60 días y luego de eso
se procede a aclimatarlas por 15 días con 30 % de sombra y
45 días con 50 % de sombra (Aldana, 2009).

La propagación del cacao por medio de estacas
juveniles y semileñosas es factible usando sistemas de
nebulización automática, con riego de poca
intensidad y alta frecuencia, sin embargo también es
posible hacer enraizar estacas semileñosas de esta especie
en sistemas cerrados (cubiertos con laminas de plástico)
con abundante riego inicial, bajo el método descrito por
Aldana (2009) con la ventaja además, de aminorar los
costos por mano de obra. Sin embargo, no es recomendable el uso
de un sistema cerrado con agua en fondo (como el sistema de sub
irrigación) debido a que no crea las
condiciones adecuadas para su sobrevivencia (Mata,
2006).

e. Costo de
producción

Aldana (2009) indica el costo de producir plantones por
estacas de cacao, es aproximadamente S/. 0.40 (datos
actualizados); Luna (2003) incluye también costos de
producción por unidad de plántula por este
método por S/. 0.27; estos propagadas directamente en
bolsas negras y cubiertas con lámina de
plástico.

4.1.3. SACHA INCHI

a. Descripción
Botánica:

Nombre científico : Plukenetia volubilis
L.

Familia : Euphorbiaceae

P. volubilis L. es una planta trepadora, arbustiva,
semileñosa y de altura indeterminada (Valles, 1991; citado
por García, 2008), sus hojas son alternas, de color verde
oscuro oval elípticas aseruladas y pinnitinervias de 9 a
19 cm de largo y de 6 a 10 cm de ancho, presenta inflorescencias
hermafroditas constituidas de flores masculinas y femeninas, es
una planta monoica, que debido a su naturaleza florística
es preferentemente de polinización cruzada. Presenta una
asincronía entre la liberación del polen y la
receptividad del estigma (Dicogamia, de la clase Protoginia); lo
que evita que la progenie reúna las mismas
características de la planta madre lo que ocasiona que la
descendencia sea heterogénea y el genotipo parental
resulta alterado, ocasionando pérdida gradual de los
materiales promisorios (Cachique, 2006; citado por Bartra,
2009).

Los frutos son cápsulas de 3 a 5 cm de
diámetro, dehiscentes, de color verde, que se tornan de
color marrón negruzco cuando maduran (Figura 22) dentro de
los cuales se encuentran cuatro semillas, las cuales tienen forma
ovalada de color marrón oscuro y que según los
ecotipos, el diámetro fluctúa entre 1.3 y 2.1 cm
(INIEA, 2005; citado por García, 2008). La
germinación se inicia entre los 15 a 19 días
después del almacigado, el trasplante a campo en la
Merced, se hace aproximadamente a los 50 días de iniciado
la germinación. La floración ocurre a
los 100 días después del trasplante.

Figura Nº 3: Planta de sacha inchi (P.
volubilis), en plena fructificación (Tomado de
Agrosanmartín).

Se encuentra distribuida en el trópico
latinoamericano desde el sur de México, Indias
Occidentales, la Amazonía y el Acre de Bolivia; en el
Perú se le encuentra en estado silvestre en diversos
lugares de San Martín, Ucayali, Huánuco, Amazonas,
Madre de Dios, Loreto, Junín y Cuzco (Valles, 1991; citado
por García, 2008). Es una planta que se adapta a suelos
arcillosos y ácidos y se desarrolla mejor en climas
cálidos. Presenta características muy favorables
para la reforestación. En forma silvestre se reporta que
crece desde los 100 m.s.n.m en la Selva Baja, hasta los 2 000
m.s.n.m en la Selva Alta (Manco, 2003).

b. Valor agroindustrial e importancia
económica:

P. volubilis L. se caracteriza principalmente por ser
una fuente importante de omega 3, ya que posee almendras con
mayor concentración de ácidos grasos esenciales que
ninguna otra especie conocida en el mundo, razón por la
cual el mercado internacional del producto se ha venido
incrementando significativamente en los últimos
años (Porras, 2005; citado por Ruíz,
2009). Respecto a los contenidos de grasas se observa que los
ecotipos San Juan de Pucallpa (41.4 %) y Pinto Recodo (37.1 %)
son los que alcanzan mayores rendimientos (CIED,
2008).

c. Metodología de
propagación:

Las estacas juveniles se obtienen de plantas
seleccionadas y manejadas con fertilizante foliar a dosis de 4.5
g/l; luego, los brotes juveniles son cosechados muy temprano, se
prepara las estacas eliminando el entrenudo terminal, haciendo el
corte justo arriba del nudo; la longitud de la estaca de 8.0 cm;
conteniendo una hoja en la sección apical y una o dos
nudos, pero en las secciones basales e intermedios se recorta el
50 % del área foliar (Ruiz, 2009).

Las estacas se extraen cuando las raíces tienen
de 3 – 4 cm (Figura 23). Las plantitas trasplantadas se trasladan
a la zona de aclimatación con 80 % de sombra y riego
frecuente, permanecen en esta zona por un período de 30
días (Ruiz, 2009).

4.2. ESPECIES FORESTALES
MADERABLES:

En general, la escasa investigación referente a
la propagación vegetativa de especies forestales
maderables de la Amazonía Peruana, aún no ha
permitido obtener resultados satisfactorios de base para el
desarrollo de la silvicultura clonal; sin embargo, a
continuación se describen algunos esfuerzos realizados
para desarrollar protocolos de propagación de cuatro
especies maderables que podrían permitir la
multiplicación apropiada de especies forestales
amazónicas.

4.2.1. CEDRO

a. Descripción
botánica

Nombre científico: Cedrela
odorata

Familia : Meliaceae

C. odorata es un árbol deciduo que puede alcanzar
hasta 40 m de altura y 90 cm de DAP, de fuste recto y copa amplia
(Figura 24). Los árboles son monoicos, las flores
masculinas y femeninas aparecen en la misma inflorescencia, pero
la especie es proterogina. El desarrollo de los frutos toma
aproximadamente de 9 a 10 meses y maduran durante la siguiente
temporada. Los árboles comienzan a producir frutos a
una edad de 10 a 12 años. Cada fruto puede
liberar de 40 a 50 semillas aladas; un kilogramo contiene de
20,000 a 50,000 semillas (Cintrón, 1990).

Las semillas pierden su viabilidad rápidamente
(recalcitrante), si no se almacenan bajo condiciones muy secas y
a una temperatura reducida. La germinación se inicia
entre 10 a 15 días después del
almacigado, con porcentaje de germinación entre 50 y
90 %, luego las plantas se repican a los 30 a 35
días (Flores, 2004). Las plántulas generalmente
tienen raíces superficiales y pueden ser sensibles al
daño mecánico; la plaga más seria para el
cedro es la Hypsipyla grandella, plaga que se alimenta del
meollo, justo detrás del meristemo de los vástagos,
frenando así el crecimiento de la planta (Cintrón,
1990). Se reporta 98 % de ataque en los primeros 16 meses de
plantación en el Perú (Yamasaqui et al., 1990,
citado por Pérez, 2001).

Figura Nº 4: Árbol típico de cedro
(C. odorata) de plantación (tomado de Mesen,
2008).

C. odorata se distribuye desde el norte de
México, y las islas Caribe, hasta Argentina y la
desembocadura del río Amazonas en Brasil
(Rodríguez, 1980; citado por Pérez, 2001) crece
hasta los 1200 m.s.n.m; se encuentra de manera natural en los
suelos bien drenados, tolera una larga temporada seca, pero no
prospera en áreas con una
precipitación de más de 3000 mm o en sitios
anegados (Cintrón, 1990).

b. Uso y valor comercial

Sin duda, su principal producto es la madera de
excelente calidad, que se usa para construcción ligera,
decoración de interiores, construcción de barcos
(cubiertas y forros); se hacen muebles finos, instrumentos
musicales, baúles, cajas de puros, estuches y parquet.
Madera de gran valor comercial, en comercio interior y exterior
para carpintería fina y chapas decorativas. La especie es
recomendable en los planes de reforestación en purmas
adultas. Además es utilizado como especie de sombra y
ornamento (OFI y CATIE; 2003).

c. Propagación vegetativa por
estacas

Díaz (1991) en un primer ensayo logró 76 %
de enraizamiento, utilizando como sustrato una mezcla de arena y
grava a proporción 1:1 y una dosis de 2000 ppm de AIB; sin
embargo, el testigo fue superior a las dosis de 8000 y 16,000 ppm
de AIB, pero presentó el menor número de
raíces. Posteriormente, en un segundo ensayo, se obtuvo
solo 65% de enraizamiento, con 6 cm de longitud de estaca juvenil
y el área foliar de 100 cm².

d. Metodología de
propagación

En la actualidad, se vienen realizando ensayos
secuenciales de propagación vegetativa empleando estacas
juveniles de esta especie, actualmente se cuentan con importantes
avances para la formulación de un protocolo para el
enraizamiento de la especie C. odorata. El material vegetativo
proviene del huerto yemero instalado en el IIAP Ucayali, manejado
como un seto vivo (tocones para rebrotamiento) en
miniplantaciones de 10 m². Cada planta esta distanciada a
0.25 x 0.40 m, de las cuales se cosechan mensualmente (30
días) dos brotes tiernos por tocón (12 cosechas por
año), de cada brote se obtienen 2 estaquillas vigorosas
por brote; luego del corte no se requiere cicatrizante (Soudre et
al., 2010).

La fertilización del huerto yemero se realiza
cuatro veces al año, aplicando 10 g de Urea,
10 g de Superfosfato triple y 10 g de Cloruro de potasio;
además, se recomienda incorporar, al menos, un kilogramo
de abono orgánico (gallinaza o compost) y enmienda
calcárea (cal y ceniza en proporción 1:4) aplicada
en las entre líneas de la
miniplantación.

Se recomienda aplicar fertilizante foliar (1 a 2%), una
vez por semana. La humedad del suelo debe mantenerse a capacidad
de campo y es conveniente mantener siempre una
cubierta de hojarasca o "mulch" en la base de cada planta,
la hojarasca proviene de los mismos residuos de la
poda y el recorte de estaquillas luego de cada cosecha
(Soudre et al., 2010).

Se instalan las estacas juveniles
previamente desinfectadas y tratadas con hormonas en la
cámara de sub-irrigación, utilizando como sustrato
arena gruesa; una vez instalado se controla las condiciones
ambientales dentro de la cámara; el inicio del
enraizamiento es a los 15 días, pero es prudente levantar
las estacas juveniles desde los 25 días, luego del cual se
realiza el repique de las plántulas a bolsas conteniendo
sustrato adecuado e inmediatamente son colocados en la zona de
aclimatación por aproximadamente 12 días
más, por este periodo deben recibir sombra al 80 % y riego
diario (Soudre, 2010).