Técnicas de inseminación artificial en ovinos (página 3)

MÉTODO DE DILUCIÓN

La dilución del semen se debe hacer tan
pronto como se pueda una vez recolectado y analizado de forma
rutinaria. Tanto el semen como el diluyente se colocan en
baño de agua a 30
°C para que en el momento de la dilución tenga la
misma temperatura.
El diluyente se debe colocar en el baño antes que el semen
(Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

La dilución de diluyente frió al semen
puede ocasionar el shock por el frió con la consiguiente
reducción de la fertilidad. Para la dilución se
debe utilizar una pipeta calibrada o la misma pipeta de
inseminación unida a una jeringa de 1,0 ml. La pipeta que
se utilice debe estar estéril y seca. La dilución
se realiza pipetenando una cantidad adecuada de diluyente y
adicionándola lentamente al recipiente donde se encuentre
el semen. Siempre adicionar el diluyente al semen, nunca al
contrario, ya que pueden alterarse los espermatozoides con lo que
se reducirá su mortalidad. Después de adicionar el
diluyente se agita todo convenientemente y se examina al microscopio para
comprobar la mortalidad de los espermatozoides (Bearden y Fuquay,
1982; Salamón, 1990).

VOLUMEN DE INSEMINADO

El volumen de
inseminado puede variar ligeramente dentro de ciertos limites. El
límite inferior viene determinado por el volumen
mínimo que se puede manejar convenientemente y con cierta
seguridad.

El limite superior esta determinado por la capacidad de
órgano o lugar de la inseminación para retener el
semen. Así, por ejemplo, la colocación de
más de 0,2 ml de semen dentro del cérvix de la
oveja no ofrece ninguna ventaja ya que rebasaría dentro de
la vágina (Tabla 1) (Bearden y Fuquay, 1982;
Salamón, 1990).

Tabla 1 Volúmenes recomendados para
inseminación.

Fuente: Salamón, 1990.

EQUIPO PARA LA INSEMINACIÓN
ARTIFICIAL

Equipo para inseminación artificial vaginal o
cervical

El equipo utilizado para la inseminación vaginal
esta formado simplemente por una pipeta de plástico
rígido conectada a una jeringa de 1,0 ml. Es similar, en
todos sus aspectos, al utilizado en inseminación cervical.
Excepto que la punta es rígida (Bearden y Fuquay 1982;
Salamón, 1990; Arthur et al., 1991; Chemineau et
al., 1991).

El equipo básico para la inseminación
cervical consiste de una lámpara de cabeza, un
espéculo y una pipeta. El espéculo tipo pico de
pato es preferible al tipo tubular ya que permite una mejor
visibilidad y localización del cérvix y más
fácil de limpiar (por dentro y por fuera). Algunos
especulaos llevan lámpara incorporada. Sin embargo, es
más práctico utilizar una lámpara que se
coloca en la cabeza del técnico y que lleva una
batería de 6 voltios (Bearden y Fuquay, 1982;
Salamón, 1990; Arthur et al., 1991; Chemineau et
al., 1991).

Para la inseminación cervical se utilizan varios
tipos de pipetas o pistolas de inseminación, pero las
más populares son las pipetas de un solo uso, de
plástico, que están fabricadas con plástico
robusto interno de 2,5 mm, mientras que el extremo es de 5,5 mm,
para utilizar en ovejas, la punta 1 cm. esta ligeramente doblada
en un ángulo de 30°; estas pipetas también se
pueden utilizar en la cabra, aunque la penetración en
cérvix suele ser más fácil si no
están dobladas por la punta. El extremo opuesto se conecta
e una jeringa de 10 ml y cada vez que se accionan solo pueden
liberar una dosis (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990;
Arthur et al., 1991; Chemineau et al.,
1991).

Los aparatos de inseminación
semi-automáticos no suelen utilizarse por su dificultad en
limpiarlos y porque es difícil de mantener la temperatura
ideal del semen, en ellos, antes de practicar la
inseminación. Para la aplicación de semen contenido
en pajuelas (en forma liquida o congelada) se utiliza un aparato
llamado pistola de inseminación o pistoleta (Bearden y
Fuquay, 1982; Salomón, 1990; Arthur et al., 1991;
Chemineau et al., 1991; Guayanés, 1992; Cambell
et al., 1996; Ishwar y Momon, 1996).

Equipo para inseminación artificial
intrauterina

Esta formado por un telescopio, dos equipos de
trocar-cánula, uno para el telescopio con una
conducción de gas y llave de
dos vías para este y el otro para la pipeta de
inseminación 5 mm con la válvula del gas quitada;
una fuente de luz y cable de
fibra
óptica; una bomba de gas (dióxido de carbono o
aire) con
regulador y una línea de conducción de ese gas
(Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

Las pipetas de inseminación puede ser de vidrio o de
plástico. Tienen un diámetro interno de 2 mm, el
externo es de 4,5 mm y tienen unos 30 cm. de longitud. Si se
utilizan pipetas de vidrio deben tener un diámetro externo
de 0,04 mm. superior. Las pipetas de plástico van
provistas de una aguja hipodérmica de 5 mm, calibre 24. El
otro extremo de la pipeta se une a una jeringa de 10 ml para
permitir la aspiración y expulsión de semen
(Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

DESCONGELACIÓN DE LAS PAJUELAS DE
SEMEN

El semen de carnero congelado en pajuelas se
puede descongelar retirando las pajuelas del nitrógeno
líquido y metiéndolas en agua a 37 °C durante
2-3 minutos. Las pajuelas, una vez descongelada, se seca y corta
por un extremo. Las pajuelas deben usarse en los siguientes 15
minutos y después se coloca en la pistola diseñada
para estas especies.

SUJECIÓN DE OVEJAS

La inseminación debe practicarse en un lugar
donde existan varios apartaderos o rediles para facilitar el
manejo de las hembras en grupo.
También es aconsejable disponer de un redil para guardar
las hembras inseminadas. Las ovejas deben sujetarse y
presentarlas para la inseminación de tal forma que se haga
en el menor tiempo posible
y con el mínimo de trabajo, sin
que se produzca estrés
innecesario en los animales y que
permita la rápida y fácil localización del
lugar de la inseminación para la deposición del
semen.

El método de
sujetar las hembras dependerá de las disponibilidades que
se tengan y del método de inseminación que se vaya
a utilizar. En la práctica, cuando mejor sea el
método de sujetar y presentar la hembra para la
inseminación mayor será el número de
animales inseminados (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón,
1990; Chemineau et al., 1991; Hafez y Hafez,
2000).

Sujeción de hembras para inseminación
vaginal o cervical

Para inseminación vaginal, el mejor sistema para
sujetar a las hembras es en posición de pie, empujando
contra la pared del propio cercado o redil. El método que
permite una presentación más conveniente para la
inseminación cervical de ovejas es el denominado sobre
barrera, en el que el animal se inclina con la cabeza hacia
abajo, colocando su parte posterior sobre la barrera del redil.
Para las cabras puede ser más conveniente utilizar un
redil adecuado si es difícil confinarlas en un corral. Una
caja de embalaje portátil puede ser útil para
cabras, para cuando hay pocas ovejas que inseminar o cuando no se
disponga de otros medios
(Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Chemineau et
al., 1991).

El diseño
de un corral de inseminación cebe tener en cuenta la raza
y tamaño de los animales. Se precisa de un corral
más grande y una barra más alta para las hembras de
raza más grande. Como norma general, una altura
conveniente de la barra, para utilizarla en ovejas, puede ser de
85-90 cm. con un ancho de 60-65 cm. y una longitud de 6-8 metros
para un total de 15-25 ovejas (Bearden y Fuquay, 1982;
Salamón, 1990; Chemineau et al., 1991).

Este tipo de corral se puede construir a nivel del
suelo o algo
más elevado, a conveniencia del inseminador. En este caso
la elevación de los primeros travesaños no debe ser
superior a los 50 cm. La posición deberá ser tal
que la luz de las ventanas no se proyecte de frente del
inseminador (Salamón 1990).

Las hembras para inseminación cervical son
sujetadas por un ayudante que, desde el interior de este corral,
mantiene los cuartos traseros sobre la barra del mismo mientras
las patas delanteras quedan apoyadas en el suelo (Salamón,
1990)

Sujeción de las hembras para
inseminación intrauterina

Para practicar la laparoscopia a las ovejas se utiliza
un carrillo especial. Este carrillo esta provisto de elementos
para sujetar las patas de los animales y de una especie de
charnelas para poder elevar
sus cuartos traseros. Es muy conveniente disponer de dos carritos
y mejor si están provistos de ruedas, pues así los
animales pueden ser preparados para la inseminación en un
área e inseminados en otra (Salamón,
1990).

INSEMINACIÓN ARTIFICIAL

La inseminación de la oveja puede ser vaginal,
cervical transcervical ó intrauterina. Los métodos
difieren en cuanto a su complejidad y expectativas de éxito.

La inseminación vaginal es el método
más simple y más rápido cuando se realiza
semen fresco diluido pero requiere una dosis de semen
generalmente mayor que si se utiliza alguno de los otros
métodos (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990;
Mejia y Hernández, 1996; del Pino, 2000; Hafez y Hafez,
2000).

Aunque no se pueda recomendar de una forma general, la
inseminación vaginal puede ser útil cuando el
tiempo y las disponibilidades sean factores limitantes o para
inseminar hembras vírgenes en las que la estrechez de la
parte vestibular no permite la penetración del
espéculo (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990;
Mejia y Hernández, 1996; del Pino, 2000; Hafez y Hafez,
2000).

El método más comúnmente utilizado
para ovejas es la inseminación cervical utilizando semen
fresco. Cuando se practica adecuadamente, la inseminación
cervical de semen fresco o semen sin diluir da por resultado una
alta fertilidad, comparable a la obtenida en rebaños con
monta natural. Este es el método generalmente recomendado
de inseminación cuando se utiliza semen freso diluido o
sin diluir (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y
Hernández, 1996; Hafez y Hafez, 2000).

El porcentaje de éxitos de la inseminación
cervical utilizando semen de carnero congelado-descongelado ha
sido relativamente bajo, pero se pueden obtener resultados
satisfactorios al practicar la inseminación intrauterina
que lleva implícito una cirugía menor
(laparotomía exploratoria) (Bearden y Fuquay, 1982;
Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; Hafez y
Hafez, 2000).

En algunas cabras se puede practicar la
inseminación intrauterina, vía cérvix. La
inseminación intrauterina con semen fresco diluido se
utiliza para inseminar hembras superovuladas en los programas de
transferencia de embriones (Bearden y Fuquay, 1982;
Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; Hafez y
Hafez, 2000).

En la oveja, la inseminación cervical artificial
a tiempo fijo resultados del estro hormona el transporte de
esperma ha reducido en la cérvix y disminuyó la
fertilidad. Estos resultados están en contraste con la
inseminación intrauterina que evita la cérvix y
resultados en las proporciones de gestaciones altas e indica eso
durante inseminación artificial que la cérvix ovina
no permite al pasaje libre de semen (Mitchell et al.,
2002).

Varios marcadores de inflamación, incluso, prostaglandinas y el
interleucina 8 (IL-8) está presente en la cérvix y
es parte de la cascada inflamatoria que lleva a la
contratación eventual de neutrofilos, descargo de la
enzima y avería del tejido. Las respuestas inflamatorias
ocurren el funcionando normal de varios órganos
reproductores, incluso el ovario y el útero, así
como la cérvix (Mitchell et al., 2002).

La proporción de fertilización está
sumamente alta en las ovejas después de la monta natural
en un estro espontáneo, indicando una diferencia en la
función
cervical entre las ovejas inseminaron naturalmente y las ovejas
inseminaron artificialmente (Bearden y Fuquay, 1982;
Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; Hafez y
Hafez, 2000).

La fertilidad del estro inducido por un progestageno
solo o con gonadotropina es más bajo que en las ovejas
cíclicas. Aumenta la fertilidad con las concentraciones
mayores de progestageno probablemente es el resultado del
desarrollo
folicular más apropiado, cronometrando la oleada de LH, y
transporte de esperma, la proporción de ovulación
es baja durante el anestro pero se aumentó por el eCG
(gonadotropina corionica equina) o por FSH al retiro del
progestageno (Knights et al., 2001).

INSEMINACIÓN VAGINAL

La inseminación vaginal consiste en la
deposición el semen fresco diluido dentro de la
vágina anterior sin el uso del espéculo ni el
intento de localizar el cérvix. Con frecuencia se hace
referencia a esta técnica como disparo en la oscuridad
(DELO o método SID shot in the dark por sus siglas en
ingles) (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y
Hernández, 1996; del Pino, 2000; Hafez y Hafez,
2000).

Precisamente por los malos resultados obtenidos, esta
técnica se reemplaza por la cervical y solo se utiliza
cuando la segunda es imposible de realizarse.

La vulva de la hembra se debe limpiar con un poco de
algodón
para evitar la
contaminación de la vágina al introducir la
pipeta, esta se carga primero con un poco de aire, hasta la
división 0.2 ml, y luego con la dosis requerida de semen,
cogida del tubo que se mantiene en baño a 30 °C. El
aire tiene la misión de
ayudar a que se expulse toda la cantidad de semen contenida en la
jeringa.

La pipeta se debe introducir, con sumo cuidado, lo
más lejos posible en la vágina, deslizando su punta
por la parte superior de esta, evitándose así su
introducción accidental en la uretra, que
esta en el piso de la vágina. Como por lo general no se
utiliza espéculo, la introducción de la pipeta
libre y tratando de mover de un lado a otro, con suavidad, la
pipeta para que penetre mejor. Se aprieta, una vez en su sitio,
el embolo de la jeringa y se retira la pipeta (Bearden y Fuquay,
1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; del
Pino, 2000; Hafez y Hafez, 2000).

La pipeta de inseminación se puede utilizar
varias veces siempre que se limpie concienzudamente,
después de utilizarla. Si se contamina cualquier pipeta se
debe desechar. Para asegurarnos de que las pipetas están
limpias y secas adecuadamente y que no interfieran el proceso de la
inseminación se debe encargar a una única persona de este
cometido.

Es muy importante que el éxito de la
inseminación no se vea empañado por prisas
indebidas (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y
Hernández, 1996; del Pino, 2000; Hafez y Hafez,
2000).

INSEMINACIÓN CERVICAL

A la fecha es la práctica más
comúnmente utilizada. La deposición del semen se
realiza dentro de los primeros pliegues cervicales, los cuales
son visibles con la ayuda de un espéculo con fuente de
luz. El método, barato y relativamente fácil,
regularmente utiliza semen fresco el cual puede o no ser
refrigerado. La utilización de semen congelado ha
resultado en rangos poco aceptables de fertilización,
pudiendo ser de hasta 10-30% en ovejas.

En cabras el uso del semen congelado resulta en mayores
tasas de concepciones (hasta 70%). Lo anterior probablemente
refleja la diferencia en la profundidad de inseminación
alcanzada en ambas especies (Bearden y Fuquay, 1982;
Salamón, 1990; Chemineau et al., 1991; Mejia y
Hernández, 1996; del Pino, 2000; Hafez y Hafez,
2000).

La anatomía de la
cérvix permite una penetración completa dentro del
cuerpo del útero en un 30-60% de las hembras adultas (con
lo cual la técnica se convierte en una inseminación
intrauterina no quirúrgica). Así, el rango de
concepción se encuentra aparentemente correlacionado de
una forma positiva con la profundidad de inseminación
dentro del cérvix, incrementándose aproximadamente
un 10 % por cada centímetro de avance (Bearden y Fuquay
1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; del
Pino, 2000).

La técnica cervical se convierte en
intrauterina ó transcervical cuando se logra atravesar por
completo el cuello del cérvix y depositar el semen
intrauterinamente. Recientemente, se ha evaluado una
modificación en el método transcervical en ovejas.
Dicha modificación implica la sujeción y
retracción del cérvix por la vágina con un
par de pinzas para permitir introducción del instrumento
inseminatorio en el canal cervical. En condiciones de prueba el
tiempo recurrido para lograr la retracción del
cérvix y la penetración uterina suele ser, en
promedio, de 2.6 minutos por oveja (Bearden y Fuquay, 1982;
Salamón, 1990; Chemineau et al., 1991; Mejia y
Hernández, 1996; Hafez y Hafez, 2000).

La utilización en campo de esta técnica es
limitada, aun cuando se logran fertilidades aceptables. El
procedimiento
envuelve un alto grado de manipulación y cualquier
sangrado accidental de la vágina podría causar
adherencias y comprometer la habilidad fuera de concebir
naturalmente. Los resultados de concepción pueden ser tan
bajos como 18% y tan buenos como 90%, sin embargo, no hay
datos
disponibles de su eficacia en usos
repetidos (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y
Hernández, 1996; Hafez y Hafez, 2000).

Para la inseminación cervical se suele emplear la
técnica de sobre la barra. La vulva de la hembra, se
limpia con algodón. Los genitales externos suelen estar
limpios, de todas formas la introducción del
espéculo será más sencilla si el animal
carece de pelo o lana en la región (Bearden y Fuquay,
1982; Salamón, 1990; Hafez y Hafez, 2000).

Si se utiliza un espéculo, tipo pico de pato, se
debe introducir en la vágina con las valvas cerradas y
paralelo a los labios de la vulva. Se debe evitar el tratar de
introducir el espéculo por fuerza, ya que
esto puede ocasionar lesiones en los tejidos.
Después de insertado unos 10-13 cm., el espéculo,
puede rotar unos 90° (arriba o abajo) o abrir sus valvas. Se
dirige, entonces, el haz de luz de la bombilla hacia la
vágina anterior, a través del espéculo hacia
los lados.

Las valvas del espéculo no deben permanecer
abiertas mucho tiempo para evitar que molesten al animal. Si se
hace difícil la colocación del cérvix, es
aconsejable mover la postura de sujeción del animal
(Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Hafez y Hafez,
2000).

Algunas hembras, particularmente las que no son
susceptibles de estrés o las que se manejan con poco
cuidado, pueden orinar cuando se las coloca en posición de
inseminar. Si la orina se acumula en la vágina se debe
drenar de inmediato y lavar la vágina con solución
salina, leche u otro
diluyente o dejarla en recinto aparte para inseminarla más
tarde (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y
Hernández, 1996; Hafez y Hafez, 2000).

La pipeta de inseminación debe ser cargada por un
ayudante. Para realizar esto se tira del embolo hasta la marca 0.2 ml y
luego se introduce la punta de la pipeta en el tubo, inmerso en
el baño a 30 °C, que contiene el semen y se aspira la
cantidad necesaria (Salamón, 1990).

El inseminador intentara introducir la pipeta lo
más profundamente posible dentro del cérvix, pero
sin utilizar la fuerza. Si la pipeta penetra el cérvix, el
semen puede depositarse dentro del útero al empujar el
embolo de la jeringa, esa retirada del espéculo permite el
cierre de la vágina anterior lo que impide el reflujo del
semen. Después de depositado el semen se retiran, primero
la pipeta y luego el espéculo (Bearden y Fuquay, 1982;
Salamón, 1990).

La posición y forma de los pliegues de la entrada
del cérvix varía considerablemente de unos animales
a otros y en algunas hembras se puede introducir la pipeta dentro
del cérvix manipulando, cuidadosamente, sus pliegues. La
utilización de pipetas con la punta angulada ayuda a este
proceder. Se necesita un tanto de práctica para localizar
la cérvix e introducir la pipeta lo más
profundamente posible.

En las cabras suele ser necesario introducir la pipeta
como si se tratara de la rosca de un tornillo. Si no hay resistencia la
penetración de la pipeta suele ser muy fácil, pero
también habrá que tener cuidado, en estos casos, de
no introducirla demasiado ya que se podría lesionar la
pared del útero (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón,
1990).

Se ha demostrado, que cuanto más profundamente se
deposite el semen mayor es el índice de fertilidad. En la
oveja, con frecuencia es posible practicar la deposición
de semen con más profundidad de 1 cm. en el canal cervical
debido a la estructura
anatómica del cérvix (Bearden y Fuquay, 1982;
Salamón, 1990).

Un método de inseminación artificial
transcervical factible para la oveja debe incluir un
método por cubrir con los desafíos
anatómicos de la cérvix sin inducir el trauma. El
método es incluir oxitócica (OT) el tratamiento
indujo la dilatación cervical y disminuyó la
dificultad de pasar un catéter a través de la
cérvix y en el útero. A pesar de eso, hay varios
factores desconocidos asociados con este tratamiento. Aunque la
oxitócica no afectó la proporción de
fertilización, los efectos de manipulación cervical
o efectos del tratamiento global no se ha evaluado (Stellflug
et al., 2001).

INSEMINACIÓN INTRAUTERINA POR
LAPAROTOMÍA

Inicialmente, para depositar el semen directamente en el
útero se realizaba una laparotomía media-ventral.
Lo anterior hacia que la técnica solo tuviera uso para
propósito de investigación. El método se
empezó a asociar con bajos índices de
recuperación y sobrevivencia de embriones. Para 1982, se
empezó a modificar la técnica y a realizarse
mediante laparoscopia (Bearden y Fuquay, 1982; Maxwell, 1986;
Salamón, 1990).

INSEMINACIÓN INTRAUTERINA POR
LAPAROSCOPIA

La deposición del semen directamente dentro del
lumen uterino, evitando la barrera natural del cérvix, ha
mejorado de una forma radical la fertilidad. Se les suprime
el agua y
alimento por 12-16 horas, antes de practicar la operación
esta medida reduce el contenido de la vejiga y el rúmen,
lo que da por resultado una más fácil
localización del útero y evita asimismo, la
regurgitación del contenido ruminal durante la
laparoscopia, se rasura y esteriliza la piel del
área anterior de la ubre, se anestesia localmente en un
espacio de 5-7 cm. delante de la ubre y 3-4 cm. de cada lado de
esa línea (Bearden y Fuquay, 1982; Maxwell, 1986;
Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; del Pino,
2000).

A continuación se anestesia localmente por
ejemplo 2-4 ml de clorhidrato de lidocaina al 2% inyectada por
vía subcutánea, 5-7 cm. anteriores a la ubre y 3-4
cm. laterales a la línea alba. Poner
especial cuidado para evitar lesionar vasos sanguíneos al
poner la anestesia. Se hacen dos pequeñas incisiones para
permitir la entrada del laparoscopio (Bearden y Fuquay, 1982;
Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; del Pino,
2000).

La cavidad es insuflada con oxígeno
o gas para facilitar la localización y manipulación
del útero al que se le encuentra anterior a la vejiga. La
pipeta inseminatoria (aguja hipodérmica) es introducida
vía una segunda cánula y se inserta en la pared del
útero hasta el lumen liberándose el
semen.

Normalmente se inseminan ambos cuernos uterinos antes de
retirar el aparato. El tiempo tomado por hembra para la
inseminación con esta técnica es de 1-2 minutos
dependiendo de la habilidad del operador. Cuando se utiliza semen
fresco con este método se logran fertilizaciones mayores
del 80%, con semen congelado los rangos alcanzados van desde 50
hasta 80% de concepción (Bearden y Fuquay, 1982;
Salamón, 1990).

La inseminación intrauterina por laparoscopia
tiene su mayor utilidad en
programas de transferencia de embriones, en donde la
utilización de otras técnicas
tiene algunas desventajas que son rebasadas por la
deposición del semen intrauterinamente (Bearden y Fuquay,
1982; Salamón, 1990; Ishwar y Momon, 1996; Mejia y
Hernández, 1996 Jiménez et al., 2004,
Quezada et al., 2004).

TIEMPO DE LA INSEMINACIÓN

La estacionalidad reproductiva de la oveja es
poliestrica estacional de días cortos y la duración
del estro en la oveja es de 17 días y la ovulación
es espontánea de 24 a 27 horas después del estro
(Mejia y Hernández, 1996).

Para obtener buenos éxitos con la
inseminación artificial se precisa algún conocimiento
sobre la duración del estro y el tiempo de la
ovulación, para ajustar la práctica de la
inseminación al momento más propicio (Bearden y
Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

Tanto los cambios de volumen como el espacio
físico del mucus-vagino-cervical, que acontecen a lo largo
del estro, se pueden utilizar como una guía para
determinar el estadio del estro y el tiempo más
conveniente para la inseminación. Se ha encontrado una
correlación entre estado del
mucus y fertilidad, siendo el tiempo optimo para la
inseminación cuando el mucus es copioso y claro o
ligeramente nebuloso. Sin embargo, es muy problemático en
la práctica determinar con certeza el tiempo de
aparición del estro y el momento adecuado para la
inseminación. La sincronización del estro hace que
el tiempo de la ovulación sea predecible (Bearden y
Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández,
1996).

El tiempo de inseminación varía
según el método de inseminación que se vaya
a utilizar. En general, la inseminación vaginal es
utilizada para hembras con estro natural o sincronizado, siendo
necesaria la sincronización para la inseminación
intrauterina (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990, Mejia
y Hernández, 1996).

Tiempo de inseminar a hembras con estro
natural

(Inseminación Artificial Vaginal o
Cervical)

Cuando se deba inseminar artificialmente, por vía
vaginal o cervical, se obtendrán mejores resultados si la
inseminación se hace antes de la ovulación, pero
muy próximo a ella. En general, el momento óptimo
para inseminar ovejas es 12-18 horas después de la
aparición del estro (Bearden y Fuquay, 1982;
Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996; Hafez y
Hafez, 2000).

Si se van a inseminar hembras con estro natural, este
normalmente se detecta con la ayuda de los recelas marcadores. El
contacto con machos puede alterar la duración del estro,
que están continuamente con machos.

Una vez marcadas las hembras en estro, por los recelas,
deben ser inseminadas lo más pronto posible si solo se
utilizan los recelas una vez al día; pero en el caso de
emplearlos dos veces mañana y tarde, las hembras marcadas
por la tarde se inseminaran a primera hora del día
siguiente y luego, algo más tarde, las señaladas
por la mañana.

La utilización de recelas dos veces al día
aumenta considerablemente (15-20%) el número de estros
detectados con lo que la inseminación se puede sincronizar
mejor, con relación a la ovulación (Bearden y
Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández,
1996; Hafez y Hafez, 2000).

Tiempo de inseminación en estro
sincronizado

Cuando se sincroniza el estro no hay necesidad alguna de
detectarlo, la sincronización se debe realizar a un tiempo
preferido en relación con la aplicación del
tratamiento sincronizador. El tiempo de ovulación varia
ligeramente entre las diferentes hembras, según las
estaciones climatologicas y con el uso de PMSG o el efecto macho
para estimular dentro de unos márgenes relativamente
estrechos, entre los diferentes individuos. Si junto a la PMSG se
utilizan progestágenos, en forma de pesarios, y un 5-10 %
de recelas, el estro aparecerá, en la mayoría de
las hembras, a las 36-48 horas después de retirar el
pesario y ovularán unas 60 horas después. Los
tiempos de sincronización (Bearden y Fuquay, 1982;
Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996).

Inseminación cervical

Como sucede en las hembras con estro natural, la
inseminación suele hacerse antes, pero muy cerca, de la
ovulación. El tiempo optimo para inseminar está
entre 48 y 58 horas (por lo general, una sola inseminación
a las 55 horas) después de retirado el pesario (Bearden y
Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández,
1996).

Inseminación intrauterina

La manipulación del aparato genital, cerca del
momento de la ovulación, puede interferir al transporte de
los oocitos desde el ovario al oviducto, con lo que en ese tiempo
no se debe practicar la inseminación intrauterina (Bearden
y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y Hernández,
1996).

Para la inseminación intrauterina se suele
utilizar semen de carnero congelado-descongelado. En este caso,
el tiempo óptimo para la deposición del semen, en
ovejas, es de 60-66 horas después de retirar el pesario
(Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y
Hernández, 1996).

Las hembras superovuladas y tratadas relativamente altas
de gonadotropina, ovulan más temprano que las normales.
Estas hembras se deben inseminar con dosis altas de
espermatozoides frescos (por lo menos 100 millones de
espermatozoides móviles). En este caso la
inseminación intrauterina puede realizarse 36-48 horas,
después de retirados los pesarios. Cuando se utiliza semen
congelado-descongelado en hembras superovuladas, la
inseminación intrauterina se debe hacer 44-48 horas
después de haber quitado los pesarios (Tabla 2) (Amoha y
Gelaye, 1989; Amoha y Gelaye, 1990).

Tabla 2 Resultados obtenidos en la
inseminación

artificial utilizando semen fresco y
congelado

Fuente: Buckrell, 2000.

NÚMERO DE INSEMINACIONES POR
ESTRO

En condiciones de campo, las hembras solo se inseminan
una vez por cada estro. Si se quiere aumentar la fertilidad se
debe practicar dos inseminaciones por estro. El efecto de la
doble inseminación varia según al tiempo de haber
practicado la primera con relación a la ovulación
(o momento de retirar la esponja).

Para ovejas, con estro natural, el efecto de la doble
inseminación es más manifiesto cuando la primera
inseminación se practica al principio del estro, que
cuando se hace en el medio o final de éste. En la
práctica, la doble inseminación previene de la
posibilidad de que una inseminación se practique demasiado
temprana, en relación con la ovulación. Para
hembras con estro sincronizado, la doble inseminación se
realiza 48-50 y 58-60 horas después de retirar el pesario.
Cuando las hembras están en estro natural, la primera
inseminación se realiza tan pronto aparecen marcadas por
los recelas y la segunda 8-12 horas después (Rishen y
Rise, 1999).

Se debe indicar que, en circunstancias particulares, el
aumento (6-10 %) de corderos por la inseminación doble no
garantiza el esfuerzo extra que se realiza. Sin embargo, se
recomienda la doble inseminación, en un estro, cuando se
utiliza semen conservado o congelado y se emplea la
inseminación cervical. Si se practica la
inseminación intrauterina, la doble inseminación no
esta recomendada (Salamón, 1990).

DOSIS DE INSEMINADO

El número total debe repartirse, por igual, en
cada cuerno cuando se practica la inseminación
intrauterina por laparoscopia. Aun cuando los espermatozoides
depositados en un cuerno uterino son capaces de fertilizar los
oocitos desprendidos en el ovario contralateral, se ha observado
un ligero aumento de la fertilidad cuando el total del inseminado
se reparte entre ambos cuernos. Cuando se realiza la doble
inseminación, vaginal o cervical, las dosis recomendadas
son para cada inseminación (Bearden y Fuquay, 1982;
Salamón, 1990; Mejia y Hernández, 1996).

Tabla 3 Número mínimo de seguridad de
espermatozoides móviles en

inseminado para practicar la inseminación en
las técnicas diferentes

(número expresado en millones).

Fuente: Salamón, 1990.

Recruce de las hembras que no conciben después
de la inseminación artificial

La proporción de hembras que conciben
depende de varios factores, pero normalmente no excede del 75%.
Sin embargo, las hembras que no conciban después de la
inseminación pueden ser recruzadas en un estro
próximo con el fin de aumentar el índice de
corderaje, esto es posible si el programa de
inseminación artificial se realiza dentro de la
estación reproductiva. Las hembras en las que el estro y
la ovulación ha sido estimado artificialmente, fuera de la
estación reproductora, normalmente no continúan
cíclicas.

Las hembras pueden cruzarse de nuevo bien por
inseminación artificial o por monta natural, siendo
preferible este ultimo método dada su simplicidad y bajo
precio
(Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990; Mejia y
Hernández, 1996).

Recruce por inseminación
artificial

El recruce por inseminación artificial
requiere la utilización de recelas de arneses (mandiles) y
sistemas
marcadores para detectar el estro. Si la hembra no
concibió a la inseminación artificial, en la
mayoría de las ovejas el estro suele aparecer, de nuevo, a
los 16-17 días. Sin embargo, ante la posibilidad de que el
ciclo pueda ser más corto se recomienda introducir los
recelas 10-12 días después de practicada la primera
inseminación artificial, asegurándose de que los
marcadores tengan diferente color.

Se suelen utilizar el 2% de recelas en los
rebaños no sincronizados, en los que se sincronizo el
estro, los recelas deberán ser del orden de 3-4 %. En este
ultimo caso, la mayoría de las hembras no gestantes
presentaran celo en un periodo de 4-5 días. Las hembras
pueden ser probadas una o dos veces al día para
inseminarlas (Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990;
Chemineau et al., 1991; Arthur et al.,
1991).

Recruce por monta natural

En este caso, se suelen introducir los sementales
10-12 días después de practicada la
inseminación artificial. Se suelen utilizar el 2% de
carneros cuando las hembras no fueron sincronizadas, cifra que
sube a 3-4% cuando se sincronizan en el ciclo anterior. No se
precisa el uso de arneses ni marcadores a no ser que se quiera
registrar el número de hembras que retornaron al servicio
(Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

Independientemente del método de recruce que se
utilice es importante que el tiempo de nacimientos sea registrado
cuidadosamente. Aquellos animales que conciban tras la
inseminación artificial suelen parir a los 155 días
de inseminados; los que conciben en el subsiguiente cruce
parirán unos 160 días después de la
inseminación artificial original.

Aunque las hembras en las que se detecta estro
después de la inseminación artificial es poco
probable que hayan concebido; lo contrario, no es exactamente
verdad, ya que las hembras que no muestran estro no quiere decir
que estén gestantes. La proporción de hembras que
no retornan al servicio es una indicación, pero no una
seguridad, del éxito de la inseminación artificial
(Bearden y Fuquay, 1982; Salamón, 1990).

CONCLUSIONES

Actualmente los objetivos de
producción ganadera se ven sometidos a una
rápida evolución, por lo cual necesitan de
progresos continuos en todas las disciplinas, una de ellas, es la
reproducción animal, la cual adquiere
importancia debido a que el incremento de los rebaños
depende fundamentalmente de la multiplicación de los
ovinos, es decir, de que estos se reproduzcan, así como
del equilibrio
fisiológico del organismo y por lo tanto del buen
funcionamiento del aparato genital y sistemas
relacionados.

El
conocimiento de la reproducción animal en la
actualidad, incluye una serie de áreas temáticas
diversas que van desde los temas básicos de fisiología hasta la manipulación de
los gametos, sin olvidar los aspectos aplicables a la mejora del
rendimiento reproductivo de una unidad pecuaria.

Todo esto ha evolucionado en los últimos
años con el incremento de la tecnología aplicada
en dos líneas principales: el estudio de la
endocrinología y el control del ciclo
sexual utilizando tratamientos hormonales hasta culminar con la
inseminación artificial.

La necesidad de México,
obliga al MVZ a producir más alimento de una forma
más eficiente. Tanto la caprinocultura como la
ovinocultura son alternativas de la ganadería
que deben ser consideradas para este fin, de tal manera que la
capacitación en estas ramas es de gran
importancia para que los profesionales estén bien
preparados.

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CITADA

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Carlos Bedolla Cedeño
1*,

Gustavo Hinojosa Sámano
1,

Eduardo Bedolla García
1,

Eduardo González Valdés
2,

Edith Lorena Arrollo
Ordaz2,

Arturo Chávez Esquivel
2

Ezequiel González Reyes
3.

1Facultad de Medicina
Veterinaria y
Zootecnia. Universidad Michoacana de San Nicolás de
Hidalgo. Morelia, Michoacán, México.

2 Escuela de Químico
Farmacobiología. Universidad Michoacana de San
Nicolás de Hidalgo. Morelia, Michoacán,
México.

3 Laboratorio de Invertebrados. Facultad de
Biología.
Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo. Morelia,
Michoacán, México.

Biografía

Carlos Bedolla Cedeño

Es egresado de la Facultad de Medicina Veterinaria y
Zootecnia de la Universidad Michoacana de San Nicolás de
Hidalgo. Ha desempeñado sus actividades como Laboratorista
Modular y como Coordinador de Módulo. En 1994,
participó en el programa de implementación de los
estudios de postgrado en la Facultad de Medicina Veterinaria. Ha
sido responsable de varios proyectos de
investigación. Ha participado como ponente y
conferencista en diferentes instituciones
y eventos locales,
estatales y nacionales. Ha publicado diferentes artículos
en medios locales, nacionales e internacionales. Realizó
la Maestría en Ciencias de la
Educación (con terminal en Investigación Educativa) y otra en Educación en Ciencias
Naturales (con Terminal en Biología). Diplomado en
Desarrollo Curricular y en Diseño de Unidades de Enseñanza–Aprendizaje.
Integrante del comité que llevó a cabo el cambio del
plan de
estudios actual en la Facultad de Medicina Veterinaria y
Zootecnia donde labora. Es Profesor e
Investigador Titular "A" de Tiempo Completo de la Facultad de
Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Michoacana de
San Nicolás de Hidalgo. Es Profesor Titular de las
Áreas Integradoras denominadas "Metodología de la Investigación",
"Organización y Dinámica Corporal", "Interacción Animal-Medio
Ambiente" del Nuevo Plan de Estudios de la Carrera de
Médico Veterinario Zootecnista de la FMVZ. Es Miembro de
la Red
Académica Universitaria en Educación de la
Universidad Michoacana. Tiene Diplomado en Formación de
Tutores. Es Coordinador del Programa de Tutorías en la
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. Es Candidato al
grado de Doctor en Ciencias
Agropecuarias en la Universidad Autónoma Agraria Antonio
Narro de Torreón Coahuila, México. Actualmente se
encuentra desarrollando los siguientes proyectos: 1)
Identificación y tipificación molecular de cepas de
Staphylococcus aureus aisladas de leche de vacas con
mastitis del
Municipio de Tarímbaro, Michoacán, México.
2) Epidemiología de la mastitis bovina en
Michoacán, México.