Producción de semilla de papa (Solanum tuberosum L.) prebasica (página 2)
La técnica de aeroponia es una herramienta ideal para
obtener semilla pre-básica de papa. Las semillas de papa
obtenidas son de excelente calidad, tamaño y peso
apropiados para la siembra, además de producir
tubérculos libres de virus, hongos, bacterias y nematodos.
Esta técnica se inicia con vitroplantas.
El uso de técnica del aeroponia para producir
minitubérculos de plántulas (Sun y Yang, 2004),
consiste en cajones oscuros de cultivo, bombeo, tubo con
nebulizadores en línea, temporizador y tanque de la
solución nutritiva. Un tubo con varios nebulizadores pasa
a través del de cajones oscuros de cultivo y nebuliza una
solución nutritiva en la zona de la raíz de las
plantas.
Los cajones oscuros tienen una tapa removible con
agujeros de media pulgada para sostener las plantas. Las
vitroplántulas son trasplantadas en estos agujeros y
fijadas con material esponjoso. La solución nutritiva es
rocía asperjada por 30 segundos después de cada 3
minutos en las fases de desarrollo iniciales. El intervalo de
nebulización se prolonga una vez a 15 minutos a medida que
las plantasc se desarrollan. El sistema permite repetido cosechas
repetidas de minitubérculos de tamaño deseable. En
este sistema aeropónico, es posible producir 5 a 10 veces
más minitubérculos/m2 en comparación a
camas/substrato de cultivos de invernadero (Sun y Yang,
2004).
3.2.4 Producción de Minitubérculos de
Microtubérculos
Los microtubérculos son tubérculos
miniatura desarrollados in vitro bajo condiciones
inductoras de tubérculos. Son muy pequeños (100-150
mg) y conveniente para el manejo, almacenamiento y transporte a
distancias largas.
El procedimiento general de producción de
microtubérculos consiste en la multiplicación
masiva de plantas in vitro en medio de
propagación líquido en matraces/cajas magenta. Los
segmentos de tallo (cada uno con 3-4 nodos) obtenidos de 5-6 en
plantas in vitro son cortados e inoculados en cada
recipiente que contiene 20 ml de medio líquido de
propagación y los recipientes son incubados
estacionariamente bajo condiciones normales de propagación
de plantas de papa [22-25ºC de temperatura y luz 50-60
micromoles.m2.sec-1, fotoperíodo de 16 hr µE/m2/s).
Bajo éstas condiciones de cultivo, se desarrollan un
número de plántulas a partir de yemas axilares, las
cuales llenan el recipiente en 15-20 días (Figura
12).
Para la producción de microtubérculos, el
medio de propagación líquido del recipiente se
decanta bajo condiciones de flujo laminar y se reemplaza por un
medio de inducción de microtubérculos. Los
microtubérculos empiezan a desarrollarse
epígeamente en 1-2 semanas dependiendo del genotipo, los
cuales son cosechados después de 60-75 días de
incubación. El proceso de producción del
microtubérculo es representado en la Figura 13.
Los microtubérculos son delicados y dormantes,
por ello necesitan almacenarse durante 3-4 meses a 5-6 °C
antes de plantarse. Durante el almacenamiento pueden ocurrir
fuertes pérdidas debido al encogimiento, pudriciones y
brotación excesiva. Para evitar estas pérdidas, es
necesario enverdecer los microtubérculos durante 10-15
días en luz difusa o artificial antes de la cosechas (Naik
y Sarkar 1997).
Los microtubérculos cosechados son lavados,
tratados con fungicida, secados bajo oscuridad, empacados en
bolsas de polietileno perforado y almacenados a 5-6 °C hasta
la liberación de la dormancia.
Akita y Takayama (1994) reportaron rendimiento de
500-960 microtubérculos de peso uniforme de 100 cortes
nodales cultivados en fermentadores de 10 litros. Incrementando
el tiempo de tuberización se produjeron 1,653
microtubérculos con peso fresco total de 1,420 g.
Aproximadamente 30% de estos microtubérculos pesaron
más de 1 g.
Teisson y Alvard (1999) pudieron producir hasta 3
microtubérculos por nodo original y 90
microtubérculos por vaso en un sistema RITA® de 1
litro, 50% de los cuales fueron arriba de 0.5 g.
Dos tipos de reactores automatizados de bajo costo, a
saber de inmersión continua (con o sin malla) e
inmersión temporal (RITA) (Figura 13) que usan reflujo e
inundación para la producción de
microtubérculos de papa en dos pasos.
Para la construcción del sistema de
inmersión temporal, se requiere de dos temporizadores, dos
válvulas solenoides (electroválvulas), dos bombas
de aire, filtros microporo de 0.2&µ, racores ó
conectores de nylon, mangueras de silicona autoclaviables, dos
recipientes de vidrio translúcidos de 5 litros de
capacidad, y dos tapones de caucho ajustables que se perforan
para abrir tres orificios en cada uno de los tapones de 5 mm, en
los cuales se introducen 3 tubos de vidrio, uno de ellos hasta el
fondo del recipiente, que sirve para interconectar los frascos
mediante mangueras de silicona y poder de esta manera hacer el
intercambio de medio de un frasco al otro, el otro tubo se
introce hasta la mitad del frasco, este corresponde a la entrada
de aire, que es esterilizado por filtración, en el tercer
orificio se introdujo un tubo de vidrio hasta que quede al ras de
la parte inferior del tapón, este está conectado a
una válvula solenoide que tiene como función
permitir un pequeño escape de aire, lo cual permite
liberar presión acumulada dentro del sistema (Fig. 13,
14).
Según el tiempo programado en el temporizador, se
acciona este y se abre una de las bombas de aire, permitiendo que
el aire proveniente de la bomba impulse el medio de cultivo hacia
el frasco que contiene los explantes; al mismo tiempo, se abre
una válvula solenoide permitiendo un pequeño escape
de aire, lo cual permite liberar presión acumulada dentro
del sistema.
Estos procesos ocurren primero en el frasco que contiene
el medio y luego se encienden el temporizador y la válvula
conectados al frasco que contiene los explantes, permitiendo que
el medio de cultivo retorne al recipiente inicial. Las
condiciones de esterilidad se logran mediante el empleo de
filtros microporo de 0.2 µm y la previa
esterilización de todos los componentes del biorreactor
que tienen contacto con el medio de cultivo.
Durante el período de inmersión, el flujo
de aire permite el burbujeo del medio, remueve los explantes y
cambia la atmósfera dentro del recipiente de cultivo.
Pasado el tiempo de inmersión, se activan la segunda bomba
de aire y se abre la segunda válvula por medio del segundo
temporizador y se regresa el medio al recipiente de
almacenamiento.
Para el control del tiempo de inmersión y la
frecuencia de los ciclos de inmersión en este sistema
biorreactor de doble envase, se logra con la
sincronización de los dos temporizadores programables. El
sistema fue construido en total con componentes, que se pueden
encontrar en el comercio nacional, con excepción de los
filtros, que son importados.
Los minitubérculos también pueden
producirse a partir de microtuberculos en altas densidades de
planteo en camas de invernadero como en el caso de las plantas
in vitro (Naik 2005). Las ventajas principales de
microtubérculos sobre las plántulas in vitro es que
estos son menos delicados, fáciles de manejar y
transportar, y requieren menos cuidado durante el planteo y las
operaciones de posplante (Hoque et al. 1996, Naik et
al. 2000, Wang y Hu 1982). Sin embargo, toma 2-3 meses
más de tiempo en el laboratorio para la producción
de microtubérculos, los cuales también necesitan
almacenarse para romper la dormacia. Posteriormente, los
rendimientos de los microtubérculos en las camas de
invernadero son similares a los de las vitroplantas aunque los
microtubérculos tienden a producir tamaños
más grandes de minitubérculos (Ahloowalia
1994).
3.2.5 producción de Minitubérculos de
Semilla botánica de papa
La papa se puede propagar de dos maneras,
vegetativamente (clonalmente) y sexualmente (por semilla
botánica). La forma vegetativa de propagación es
menos exitosa en condiciones naturales, especialmente cuando
existe alta competencia con otras especies de plantas.
Actualmente, la producción comercial de papa a
través del mundo está casi completamente basada en
la propagación vegetativa. Se plantan los
tubérculos y éstos producen nuevas plantas y
tubérculos que tienen un genotipo idéntico al de la
planta madre. Sin embargo, el sistema de multiplicación
vegetativa no está ajeno a problemas, entre los cuales se
incluye: la transmisión de enfermedades, el abultamiento,
una tasa de multiplicación lenta y la pudrición de
los tubérculos semilla. A fin de mejorar el abastecimiento
de material de plantación de papa existe una
investigación en marcha para desarrollar nuevas formas de
multiplicación vegetativa, así como
multiplicación sexual. Con ésta última, se
cosechan las bayas (frutos) de una planta de papa. La semilla
botánica que se extrae de las frutas se utiliza como
material de plantación.
El uso de híbridos de papa ofrece varias ventajas
respecto de las variedades de papa que se multiplican sólo
vegetativamente. Una sola fruta o baya contiene un promedio de
150 a 200 semillas. La SVP tiene varias ventajas; puede
producirse fácilmente, no es voluminoso y por lo tanto
fácil de guardar y transportar, sólo
aproximadamente 50-125 g de SVP es suficiente para plantar una
hectárea y la mayoría de los virus se eliminan
durante el proceso de formación de la semilla sexual.
Mientras varios cientos de enfermedades pueden transmitirse por
multiplicación vegetativa del cultivo, sólo cuatro
enfermedades pueden transmitirse potencialmente a través
de semilla botánica. Al eliminar estas cuatro enfermedades
de la población parental, se puede disponer de material de
plantación absolutamente libre de enfermedades para el
cultivo de papa.
La semilla verdadera de papa (Figura 15) puede
utilizarse para producción de papas (semilla y de consumo)
en tres formas diferentes: (a) siembra directa, (b) trasplante
(de invernadero a campo o de invernadero a invernadero), y (c)
producción en semillero. Los datos económicos y
climáticos, el rendimiento y tamaño del
tubérculo deseado, el o los sistemas agrícolas
locales imponen cuál de estos métodos elegir para
producir la primera generación de tubérculos de
semillero. Los protocolos generales para los tres sistemas
están disponibles y han sido utilizados en muchos
países. Estos protocolos a menudo se modifican para
adaptarse a las fuerzas locales del sistema agrícola. El
en la segundo forma (b), las plántulas de papa se
desarrollan en camas de viveros o en charolas en invernaderos y
son trasplantadas en el campo cuando tienen de 4 a 5
hojas.
El cultivo de papa desarrollado de plántulas es
cosechado a la madures. Este método requiere
aproximadamente de 125 g de SVP y 75 m2 de camas de vivero para
desarrollar plántulas suficientes para trasplantar en una
hectárea. En el segundo método, los
tubérculos de tamaños pequeños se producen
permitiendo que las plántulas maduren en las camas del
vivero o en las charolas de invernadero. Las plántulas son
cortadas al nivel del suelo cuando maduran y se cosechan en 10-15
días cuando la piel del tubérculo se pone firme y
bien desarrollada. Estos tubérculos de plántulas se
almacenan y se usan como material de planteo para desarrollar el
cultivo comercial en la siguiente temporada. Se requieren
aproximadamente 50-60 g de SVP y 250-300 m2 de superficie de cama
de vivero para producir suficientes tubérculos de
plántulas para plantar una hectárea.
La siembra directa de una hectárea de papas con
semilla botánica requiere de 100 a 250 gramos de semilla,
lo que es considerablemente inferior a los 2.000 a 3.000 kilos de
papas de semilla que son empleadas comúnmente. Debido a la
inferioridad de peso y volumen, se puede constatar las enormes
reducciones en almacenamiento y transporte.
El uso de papas semilla puede explicar más del
50% del costo de producción. La semilla verdadera de papa
se puede producir mucho más económica que la
semilla clonal de condiciones sanitarias comparativas, y reducir
así el costo global de producción de papas o
emplear menos multiplicaciones para obtener papas para el
consumidor final.
Las desventajas con la tecnología de SVP son que
las semillas no son genéticamente puras y exhiben
heterogeneidad alta; El cultivo tarda para llegar a la madurez en
comparación al cultivo desarrollado de tubérculos
semilla; y la tecnología es laboriosa.
La propagación sexual de papas tiene un factor
potencial de multiplicación del orden de 1:2000, en
oposición a 1:10 con la multiplicación vegetativa.
Esto es posible al reemplazar la cantidad existente y traer
variedades recién multiplicadas mucho más
rápido al flujo principal de la producción de papa
que lo que actualmente es posible.
Mientras están almacenados, los tubérculos
de semilla pueden perecer fácilmente debido a la
influencia de plagas comunes, como los roedores. Incluso,
disponiendo de costosas instalaciones para almacenaje en
frío, pueden ocurrir considerables pérdidas en la
cantidad de papas semilla almacenadas. Las propiedades de volumen
y peso de la semilla verdadera de papa facilitan mucho la
prevención de dichas pérdidas en almacenamiento. A
temperaturas ambientes de 5 a 20°C, cuando las semillas
alcanzan el contenido de humedad correcto, un jarro de vidrio o
una bolsa de aluminio bastan para proteger la semilla verdadera
de papa por muchos años.
Las bayas redondas de papa pueden cosecharse
aproximadamente siete u ocho semanas después de la
polinización. El diámetro de las bayas es entre 1 y
3 cm; cada baya contiene de 50 a 400 semillas verdaderas de papa.
El peso de 100 semillas de semilla verdadera de papa varía
entre 52 y más de 80 mg. El tamaño de la semilla
varía de 1.3 a 1.8 mm., el cual es más
pequeño que el de las semillas de tomate. El número
de bayas por planta depende del número de flores, del
éxito de la polinización y de la fijación de
la baya. Después de la cosecha de la baya, la semilla
verdadera de papa se extrae con la ayuda de una moledora. Una vez
obtenidas las semillas, éstas se limpian, se desinfectan,
se secan, empacan y almacenan.
La semilla verdadera de papa puede almacenarse
exitosamente por un largo período sin perder su potencial
para germinar y producir plantas de papa de crecimiento total.
Los estudios han concluido que la viabilidad de la semilla
comienza a declinar después de seis años bajo
condiciones de almacenaje normales.
Las semillas botánicas de papa están en
dormancia por cerca de seis meses después de la cosecha.
La germinación de una semilla de menos de 6 meses de edad
es irregular en oposición a una semilla de seis meses o
más, que germina en un 90 a 100% bajo condiciones
controladas.
Literatura
consultada
1. Ahloowalia, B.S. 1994. Production and
performance of mini-tubers. Euphytica 75: 163-172.2. Akita, M. and S. Takayama. 1994. Induction
and development of potato tubers in a jar fermentor. Plant
Cell Tiss Org. Cult. 36: 177-182.3. Akita, M. and Y. Ohta. 1998. A simple method
for mass propagation of potato (Solanum tuberosum L.) using a
bioreactor without forced aeration. Plant Cell Reports 18:
284-287.4. Cassells, A.C. 1987. In vitro induction of
virus-free potatoes by chemotherapy. In: Y.P.S. Bajaj (Ed.),
Biotechnology in Agriculture and Forestry: Potato, Vol. 3.
Springer-Verlag, Berlin. pp. 40-50.5. Choi, Y.W., J.L. Cho and S.M. Kang. 1994
Studies on rapid multiplication of microtubers from potatoes
(Solanum tuberosum L.) in vitro and their practical use. IV.
Effect of coating and foliar treatments on field performance.
J. Kor. Soc. Hort. 35: 323-329.6. Chung, T.Y. 1989. Biotechnology in the
Republic of Korea. Paper presented at the FAO Regional Expert
Consultation on Biotechnology, Bangkok, Thailand.7. Dodds, J.H. 1988. Tissue culture technology:
practical application of sophisticated methods. Am. Potato J.
65: 167-180.8. Donnelly, D.J., W.K. Coleman and S.E.
Coleman. 2003. Potato microtuber production and performance:
A review. Am. J. of Potato Research 80: 103-115.9. Gable, B.V., O.S. Melik-Sarkisov, L.N.
Tsoglin, S.L. Chernobrovkin and V.N. Ovchinnikov. 1990.
Hydroponic installation for cultivation of seed minitubers of
potato. Fiziol Rast. 38: 1032-1035.10. Gálvez Rodríguez, Alejandro.
2001. Producción de Papa (Solanum tuberosum
L) con la Técnica de Cultivo de Tejidos Vegetales.
Invernamex. Buenavista, Saltillo, Coahuila.11. Hansen, A.J. 1988. Chemotherapy of plant
virus infections. In: E. Kurstak, R.G. Marusyk, F.A. Murphy
and M.H.V. Van Regenmortel (Eds.), Applied Vorology Research,
Vol. 1. Plenum Medical Book Company, New York. pp.
285-299.12. Hao, Z., F. Ouyang, Y. Geng, X. Deng, Z.
Hu, and Z. Chen. 1998. Propagation of potato tubers in a
nutrient mist bioreactor. Biotech Tech 12:
641-644.13. Hoque, M.I., N.B. Mila, M.D.S. Khan and
R.H. Sarkar. 1996. Shoot regeneration and in vitro microtuber
formation in potato (Solanum tuberosum L.). Bangladesh J.
Bot. 25: 87-93.14. Hoverkort, A.J. and D.E. van der Zaag.
1989. Innovative techniques in seed potato production in the
Netherlands. CABO-Verslag No. 124. Centre for Agrobiological
Research, Wageningen.15. Li, B.Q., M. Zheng, X.J. Luo, J. Wang and
B. Song. 1991. Large scale production of in vitro potato
tubers: an example. Asian Potato J. 2: 13-15.16. Martin, R.R. and J.D. Postman. 1999.
Phytosanitary aspects of plant germplasm conservation. In:
E.E. Benson (Ed.) Plant Conservation Biotechnology, Taylor
and Francis Ltd., London. pp. 63-82.17. Morel, G. and C. Martin. 1952. Guerison de
dahlias atteints d"une maladie a virus. C. R. Acad. Sci. 235:
1324-1325.18. Mori, K., E. Hamaya, T. Shimomura and Y.
Ikegami. 1969. Production of virus-free plants by means of
meristem culture. J. Central Agricultural Experiment Station,
Konosu 13: 45-110.19. Murashige, T. and F. Skoog. 1962. A revised
medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue
cultures. Physiol. Plant. 15: 473-497.20. Naik, P.S. and S.M. Paul Khurana. 2003.
Micropropagation in potato seed production: need to revise
seed certification standards. J. Indian Potato Assoc. 30:
123-132.21. Naik, P.S., D. Sarkar and P.C. Gaur. 1998.
Yield components of potato microtubers: in vitro production
and field performance. Ann. Appl. Biol. 133:
91-99.22. Naik, P.S., S.K. Chakrabarti, D. Sarkar and
R.K. Birhman. 2000. Potato Biotechnology: Indian Perspective.
In: Khurana, S.M. Paul, G.S. Shekhawat, B.P. Singh and S.K.
Pandey (Eds.) Potato Global Research and Development,
Volume-I, Indian Potato Association, Shimla,
pp.194-211.23. Naik, P.S. 2005. Achieving self sufficiency
in quality seed production in roots and tuber crops with
special reference to potato. In: K.L. Chadha, B.S.
Ahloowalia, K.V. Prasad and S.K. Singh (Eds.) Crop
Improvement and Production Technology of Horticultural Crops,
Vol. I. The Horticultural Society of India, New Delhi. pp.
243-255.24. Naik, P.S. and D. Sarkar. 1997. Influence
of light-induced greening on storage of potato microtubers.
Biol. Plant. 39: 31-34.25. Nyende, A.B., S. Schittenhelm, G. Mix
Wagner and J.M. Greef. 2003. Production, storability, and
regeneration of shoot tips of potato (Solanum tuberosum L.)
encapsulated in calcium alginate hollow beads. In Vitro
Cellular and Developmental Biology Plant 39:
540-544.26. O"Hair, S.K., C.M. Baker and H.H. Bryan.
1987. Fluid drilling of embryos in potato improvement- a
future possibility. In: Bajaj, Y.P.S. (Ed.) Biotechnology in
Agriculture and Forestry: Potato. Vol 3, Springer-Verlag,
Berlin. pp. 487-498.27. Piao, X.C., D. Chakrabarty, E.J. Hahn and
K.Y. Paek. 2003. A simple method for mass production of
potato microtubers using a bioreactor system. Current Science
84: 1129-1132.28. Ranalli, P., F. Bassi, G. Ruaro, P. DelRe,
M. Di Candilo and G. Mandolino. 1994. Microtuber and
minituber production and field performance compared with
normal tubers. Potato Res. 37: 383-391.29. Rigato,S., González, A., y Huarte,M.
2001. Producción de plántulas de papa a partir
de técnicas combinadas de micropropagación e
hidroponía para la obtención de semilla
prebásica. Revista Latinoamericana de la Papa:
110-120.30. Sajid, C.M., A. Quaraishi and M. Salim.
1986. Thermotherapy and menstem tip culture of S. tuberosum
for elimination of potato viruses X, S and Y. Pakistan J.
Botany 18: 249-253.31. Sanchez, G.E., S.A. Slack and J.H. Dodds.
1991. Response of selected Solanum species to virus
eradication therapy. Am. Potato J. 68: 299-315.32. Sarkar, D. and P.S. Naik. 1998. Synseeds in
potato: an investigation using nutrientencapsulated in vitro
nodal segments. Scientia Horticult. 73: 179-184.33. Sawyer, R.L. 1979. Annual Report.
International Potato Centre, Lima, Peru.34. Scott, G.J., R. Best and M. Bokanga. 2000.
Roots and tubers in the global food system: A vision
statement to the year 2020 (including Annex). A
co-publication of CIP, CIAT, IFPRI, IITA and IPGRI. 111
P.35. Singh, J. 1993. Seed production technology.
In: K.L. Chadha and J.S. Grewal (Eds.), Advances in
Horticulture Volume 7- Potato. Malhotra Publishing House, New
Delhi, India. pp. 649-656.36. Spiegel, S., E.A. Frison and R.H. Converse.
1993. Recent developments in therapy and virus-detection
procedures for international movement of clonal plant
germplasm. Plant Disease 77: 1176-1180.37. Sun, H.S. and Y.J. Yang. 2004. Seed potato
production in China. World Potato Congress. March 24-30,
2004. Kunming, Yunnan Province, China.38. Teisson, C. and D. Alvard. 1999. In vitro
production of potato microtubers in liquid medium using
temporary immersion. Potato Res. 42: 499-504.39. Tunwar, N.S. and S.V. Singh. 1988. Indian
Minimum Seed Certification Standards. The Central Seed
Certification Board, Department of Agriculture and
Cooperation, Ministry of Agriculture, Govt. of India, New
Delhi. pp. 171-175.40. Uyen, N. Van and P. Vander Zaag. 1983.
Vietnamese farmers use tissue culture for commercial potato
production. Am. Potato J. 60: 873-879.41. Wang, P.J. and C.Y. Hu. 1980. Regeneration
of virus-free plants through in vitro culture. In: A.
Fiechter (Ed.) Advances in Biochemical Engineering, Vol I,
Springer-Verlag, Berlin. pp. 61-99.42. Wang, P.J. and C.Y. Hu. 1982. In vitro mass
tuberization and virus-free seed potato production in Taiwan.
Am. Potato J. 59: 33-39.
Autor:
José Ramírez
Villapudua
Roque Abel Sáinz
Rodríguez.
Profesores investigadores de la Universidad
Autónoma de Sinaloa y Agrobiológica, S.A. de
C.V.
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