Monografias.com > Sin categoría
Descargar Imprimir Comentar Ver trabajos relacionados

Actividad de Fosfatasa Ácida en Tejidos de Camundongos Inmunes de Gérmenes y Convencionales (página 2)



Partes: 1, 2

Existen relatos sobre la asociación de esta
enzima en el mecanismo de defensa y de la poca actividad en el
intestino de los animales GF
cuando se compara con los animales convencionales (CV)28,
29 . Debido a que los animales GF han mostrado tener un
metabolismo
diferente de aquellos observados en los similares CV la investigación comparativa con los animales
GF y CV, es importante pues permite mostrar la influencia y las
funciones de
la flora microbiana sobre los diversos sistemas del
cuerpo.

Considerando que algunos tejidos animales,
como el riñón y el hígado de los ratos CV
son utilizados como control positivo
para la reacción histoquímica de la fosfatasa
ácida, este trabajo tiene
como objetivos:
verificar a través de la comparación entre los
animales GF y CV, la influencia de la flora microbiana sobre la
actividad de esta enzima en el músculo masetero, lengua,
riñón y hígado y determinar la posible
utilización de este tejido como control positivo de
coloración para esta fosfatasa.

4. Material Y
Métodos

Animales: fueron seleccionados 10 (diez) camundongos
inmunes de gérmenes (GF) y 10 (diez) camundongos
convencionales (CV) Swiss NAE machos y hembras, con 45
días de edad. Estos animales fueron sometidos a anestesia
por inhalación de éter y muerte y de
ellos fueron removidos el hígado, el riñón,
el masetero y la lengua.

Actividad de fosfatasa ácida: los tejidos a ser
estudiados fueron inmersos en solución salina tamponada
(PBS- 0,01M- pH 7,3) a
4ºC, en seguida fueron condicionados en papel aluminio y
guardados en congelador a –82ºC (Congelador Queue
– England) hasta el momento de su uso. Los cortes fueron
hechos en criostato (Cryostar- England) a –22ºC, con 6
micras de espesura. Análisis de las muestras fueron hechas
después de realizada la coloración por hematoxilina
y eosina (HE) y por el método
histoquimico en duplicata. La técnica de los metales
pesados9 fue utilizada para el estudio de la actividad
de fosfatasa ácida. Después del periodo de
incubación, fueron contra-teñidos con hematoxilina
de Mayer y montadas las láminas con gel de
glicerina.

La presencia de la actividad fosfatasa ácida fue
observada considerando la intensidad de las reacciones:
fuertemente positiva (marrón oscuro a negro), levemente
positiva (marrón claro), y sin reacción, tanto en
el epitelio como en el conjuntivo de los fragmentos observados.
Las láminas teñidas por la HE sirvieron para
orientar las estructuras de
los tejidos.

5.
Resultados

En la Tabla No 1 están presentados los valores de
FAc encontrados en los tejidos de ratos GF y CV. Se observa en
esta tabla que la FAc se presenta en mayor cantidad en todos los
tejidos de animales CV. Por otro lado, las células
tubulares renales presentaron reacción fuertemente
positiva en todos los grupos de
animales testados. En los animales GF la FAc estaba ausente en
las células de Kupffer (K), en el hígado, en las
fibras musculares del masetero y en todos los tejidos de la
lengua con excepción de la camada basal del epitelio
(CBE). Además en los animales GF la enzima se
mostró levemente positiva en el espacio periportal del
hígado. La enzima no fue detectada en la camada de
queratina de la lengua tanto en los animales GF como en los
CV.

6.
Discusión

Desde la publicación de los trabajos de
Gomori9 , los métodos
originales o modificados para evidenciar fosfatasas fueron usados
con éxito
por diversos investigadores 12, 13, 30, 31. En lo que
se refiere a los animales CV, nuestros resultados fueron
similares a los trabajos relatados por Wachstein & Meisel
10 y Thorbeck et al.11. Las células
tubulares renales de los animales GF y CV presentaron
reacción positiva. El hígado y el
riñón son órganos en los cuales ocurre
metabolismo elevado relacionado, respectivamente, con el proceso y
excreción de la dieta. Esto explica, en parte, la
actividad fuertemente positiva de las células de estos
órganos para fosfatasa ácida. En el hígado
existen las células de Kupffer responsables por la
fagocitosis y por lo tanto, son células donde se encuentra
un número elevado de lisosomas 11, 17. La
reacción que existe entre fosfatasa ácida,
pinocitosis y fagocitosis, explica la presencia de esta enzima en
células hepáticas y renales donde existen
células especializadas en el procesamiento de gotas de
lípidos y
catabolitos, respectivamente 32.

La actividad de fosfatasa ácida en el masetero y
en la lengua de los camundongos GF no fue encontrada en la
literatura
consultada. El masetero y la lengua están relacionados con
elevado metabolismo energético. La lengua está en
constante contacto con la microbiota bucal, además de
abrigar diversos tipos de microorganismos entre los surcos y
papilas. La presencia fuertemente positiva de esta enzima en
todas las capas e fases del epitelio de la lengua de los animales
CV, sugiere un mayor estímulo de la queratinización
por la microbiota bucal, pues en los animales GF la actividad
enzimática fue observada levemente positiva solamente en
las células basales del epitelio. Este factor llama la
atención por el hecho de que la
participación de la fosfatasa ácida en la
queratinización puede no ser un fenómeno aislado
para la presencia de la microbiota oral. La microbiota oral,
probablemente, estimula la queratinización como respuesta
protectora para el tejido. No obstante, importantes son las
variaciones que existen en las reacciones histoquímicas
dependiendo de las especies animales estudiadas12 .
También hay que tomar en cuenta que la actividad
enzimática puede ser suprimida o elevada dependiendo de
los tipos de microorganismos asociados a la mucosa del intestino
de camundongos 29, 33.

Por otro lado, la actividad de la fosfatasa ácida
estuvo ausente en las fibras musculares del masetero y de la
lengua de los animales GF, mientras que fue fuertemente positiva
en las mismas estructuras de los animales CV. La ubicuidad de
esta enzima en los tejidos de animales CV puede reforzar la
participación de los microorganismos en la
activación de la reacción
enzimática.

Concluyendo, nuestros resultados sugieren que la
queratinización y actividad de la fosfatasa ácida
en los tejidos de los animales GF y CV estudiados, están
relacionados con la presencia de la flora microbiana. Desde el
punto de vista práctico, el riñón y no el
hígado, de los camundongos Swiss NAE inmunes de
gérmenes, sirve como control positivo para la
tinción histoquímica de la actividad de fosfatasa
ácida.

Tabla no 1.

Actividad de fosfatasa ácida en tejidos de la
cavidad bucal de camundongos convencionales y sin
gérmenes.

Animales

hígado

riñón

masetero

lengua

K

EP

TR

FM

E

C

CE

FM

CBE

CV1

+++

+++

+++

+++

+++

+++

_

+++

+++

CV2

+++

+++

+++

+++

+++

+++

_

+++

+++

CV3

+++

+++

+++

+++

+++

+++

_

+++

+++

CV4

+++

+++

+++

+++

+++

+++

_

+++

+++

CV5

+++

+++

+++

+++

+++

+++

_

+++

+++

CV6

+++

+++

+++

+++

+++

+++

_

+++

+++

CV7

+++

+++

+++

+++

+++

+++

_

+++

+++

CV8

+++

+++

+++

+++

+++

+++

_

+++

+++

CV9

+++

+++

+++

+++

+++

+++

_

+++

+++

CV10

+++

+++

+++

+++

+++

+++

_

+++

+++

CV11

+++

+++

+++

+++

+++

+++

_

+++

+++

CV12

+++

+++

+++

+++

+++

+++

_

+++

+++

GF1

_

+

+++

_

+

_

_

_

+

GF2

_

+

+++

_

+

_

_

_

+

GF3

_

+

+++

_

+

_

_

_

+

GF4

_

+

+++

_

+

_

_

_

+

GF5

_

+

+++

_

+

_

_

_

+

GF6

_

+

+++

_

+

_

_

_

+

GF7

_

+

+++

_

+

_

_

_

+

GF8

_

+

+++

_

+

_

_

_

+

GF9

_

+

+++

_

+

_

_

_

+

GF10

_

+

+++

_

+

_

_

_

+

GF11

_

+

+++

_

+

_

_

_

+

GF12

_

+

+++

_

+

_

_

_

+

Legenda: K= Células de Kupffer; EP= Espacio
Periportal; TR= Células Tubulares renales; FM= Fibras
Musculares; E= Epitélio; C= Conjuntivo; CE= Ceratina; CBE=
Camada Basal del Epitélio;

+++ (fuertemente positiva), + (levemente positiva), –
(sin reacción).

7.
Agradecimientos

El Conselho Nacional de Pesquisa (CNPq – Brasil);
Fundação de Assessoramento à Pesquisa de
Minas Gerais (FAPEMIG-Brasil), al Prof. Enio Cardcilio Vieira,
Prof. Jacques Robert Nicoli, a la Prof. Jaqueline Alvarez Leite
(Instituto de Ciências Biológicas – UFMG), y al
Prof. Alfredo José Barbosa (Faculdade de Medicina-UFMG).

8.
Referencias Bibliográficas

1. Gordon H.A; Wostmann B.S. Responses of the animal
host to changes in the bacterial environment: transition of the
albino rat from germfree to the conventional state. Recent
Progress. Microbiol. VII International Congress for Microbiology,
Symposium V. Stockolm, Almqvist and Wiksells, 1959.

2. Reddy B.S.; Pleasants J.R.; Wostmann B.S. Metabolic
enzymes in liver and kidney of the germfree rat. Biochim.
Biophys. Acta (1973); 320: 1- 8.

3. Dabard J. Axenia, gnotoxenia, haloxenia: definitions
and comments. Stal. Sci. Tech. Anim. Lab.(1977); 2:
7-8.

4. Barros M.C.L.: Influência de algumas
bactérias anaeróbias estritas da microflora humana
na Doença de Chagas experimental em camundongos
gnotoxênicos. Dissertação de Mestrado.
Instituto de Ciências Biológicas, Universidade
Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte. 1991.

5. Santos V.R. Influência de Escherichia coli na
Doença de Chagas experimental em camundongos
gnotoxênicos e convencionais. Dissertação de
Mestrado. Instituto de Ciências Biológicas,
Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte,
1992.

6. Dick W.A.; Cheng L.; Wang P. Soil acid and alkaline
phophatase activity as pH adjustament indicators. Soil Biology
& Biochemistry. (2000); 32, 1915-1919.

7. Knowles J. R. Enzyme-catalyzed phosphoryl transfer
reactions. Ann. Rev. Biochem. (1980); 49: 877-919

8. Lau K.H.W.; Thomas A.B.; Yoo A.; Nguyen J.E.;
Wergedal J.E. Int. J. Biochem. (1992); 24, 1815-1824.

9. Gomori G. Distribution of acid phosphatases in
tissues under normal and pathological conditions. A. M. A. Arch.
Pathol. (1941); 32: 189-194.

10. Wachstein M. ; Meisel E. Histochemistry of hepatic
phosphatases at a physiologic pH. Am. J. Clin. Pathol. (1957);
27: 13-23.

11. Thorbecke G.J.; Old L.J.; Benacerraf B.; Clarke D.A.
A histochemical study of acid and alkaline phosphatase in
mouse livers
during various conditions modifying activity of the
reticuloendothelial system. J. Histochem. Cytochem. (1961); 9:
392-399.

12. Itoiz M.E.; Carranza Jr. F.A; Cabrini R.L.
Histotopographic distribution of alkaline and acid phosphatases
in periodontal tissues of laboratory animals. J. Periodontol.
(1964); 35: 470-475.

13. Halacková Z.; Oudram L.; Kukletová M.
Localization of somes enzyme in the periodontium of the rat
molar. Acta Histochem. (1980); 67: 173-179.

14. Lassila V. Effect of occlusal disorder on the
gingiva in rats with experimental arteriosclerosis. Enzyme
histochemical and biochemical study. Acta Odontol. Scand. (1982);
40: 443-449.

15. Tenorio D.; Germain J.P.; Hughes F.J. Histochemical
studies of acid and alkaline phosphatases in rat tooth germs with
undecalcified resin-embedded specimens. J. Histochem. Cytochem.
(1992); 40 (8): 1229- 1233.

16. Kamalia N.; McCulloch C.AG.; Tenenbaum, H.C.;
Limeback, H. Direct flow cytometric quantification of alkaline
phosphatase activity in rat bone morrow stromal cells. J.
Histochem. Cytochem. (1992); 40: 1059-1065.

17. Safadi A.; Livne E.; Reznick Z. Characterization of
alkaline and acid phosphatases from skeletal muscles of young and
old rats. Archives of Gerontology and Geriatrics. (1997); 24:
183-196.

18. Ten Cate A.R. The distribution of acid phosphatase ,
non-specific esterase and lipid in oral epithelia in man and the
Macaque Monkey. Arch. Oral Biol. (1963); 8: 747-753.

19. Cimasoni G. Crevicular fluid updated. New York, S.
Karger, (1983) : 111.

20. English D.; Martin M.; Harvey K.A.; Akard L.P.;
Allen R.; Widlanski T.S.; Garcia J.G.; Siddiqui R.A.
Characterization and purification of neutrophil ecto-phosphatidic
acid phosphohydrolase. Biochem. J. (1997); 324:
941-950.

21. De Duve C.; Wattiaux R. Functions of lysosome. Ann.
Rev. Physiol. (1966); 28: 435-492.

22. Olea M. T.; Nagata T. Simultaneous localization of
3H-Thymidine incorporation and acid phosphatase activity in mouse
spleen: EM radioautography and cytochemistry. Cell Mol. Biol.
(1992); 38: 115-122.

23. Cabrini R. L.; Carranza F. A. Jr. Histochemical
distribution of acid phosphatase in human gingiva. J.
Periodontol. (1958); 29: 34-37.

24. Perry D.K.; Stevens V.L.; Widlanski T.S.; Lambeth
J.D. A novel ecto-phosphatic acid phosphohydrolase activity
mediates avtivation of neutrophil superoxide generation by
exogenous phosphatic acid. J. Biol. Chem. (1993); 268:
25302-25310.

25. Krane S. M.; Potts J. T. Jr. Skeletal remodeling and
factors influencing bone and bone metabolism. In:
Harrison’s Principles of Internal Medicine, 9th ed., ed.
(1980).

26. Larmas L. A. A comparative enzyme histochemical
study of hydantoin induced hyperplastic and normal gingiva. Proc.
Finn. Dent. Soc. (1977); 73: Suppl I. 1977.

27. Yajima T. Acid phosphatase activity and
intracellular collagen degradation by fibroblasts in vitro. Cell.
Tissue Res. (1986); 245: 253-260.

28.  Jervis H.R.; Biggers D.C. Mucosal enzymes in
the cecum of Conventional and Germfree Mice. Anat. Rec. (1964);
148: 591- 595.

29.  Kawai Y; Morotomi M. Intestinal enzyme
activities in Germfree, Conventional, and Gnotobiotic Rats
associated with Indigenous Microorganisms. Infect. Immun. (1978);
19: 771- 778.

30. Santos V.R.. Localização de fosfatase
ácida nas vertentes interna e externa da parede não
mineralizada da bolsa periodontal supra-óssea de humanos.
Arq. Centro Est. Curso Odont. (1996); 31: 64.

31. Santos V. R.; Souza, D. P. Atividade de fosfatase
alcalina em tecidos de camundongos isentos de germes e
convencionais. Arq. Odontol. (2001); 36: 139-144. (in
português).

32. Roberts R.Z.; Morris A.J. Role of phosphatidic acid
phosphatase 2a in uptake of extracellular lipid phosphate
mediators. Biochimica et Biophysica Acta. (2000); 1487:
33-49.

33. Morris J. B.; Symanowicz P.; Sarangapani R. Regional
distribution and kinetics of vinyl acetate hydrolysis in the oral
cavity of the rat and mouse. Toxicol. Lett. (2002); 126:
31-39.

Daniel Penna e Souza1,
Flávio Juliano Garcia Santos Pimenta2, Maria
Esperanza Cortés3, Vagner Rodrigues
Santos4 – fundacta[arroba]actaodontologica.com

Estudiante de graduación de la
Facultad de Odontología de la Universidad
Federal de Minas Gerais Estudiante de
Graduación1, Estudiante de graduación de
la Facultad de Odontología de la Universidad Federal de
Minas Gerais2, Profesora Adjunta – PhD – Departamento
de Odontología Restauradora de la Universidad Federal de
Minas Gerais3, Profesor
Adjunto – DDS-PhD – Departamento de Clínica,
Patología y Cirugía de la Universidad Federal de
Minas Gerais4. Laboratório de Microbiologia-
Facultad de Odontologia Universidad Federal de Minas Gerais
– Belo Horizonte- Brasil. Publicación original:
Acta odontol. venez, dic. 2002, vol.40, no.3, p.272-275.
ISSN 0001-6365. Reproducción
autorizada

Partes: 1, 2
 Página anterior Volver al principio del trabajoPágina siguiente 

Nota al lector: es posible que esta página no contenga todos los componentes del trabajo original (pies de página, avanzadas formulas matemáticas, esquemas o tablas complejas, etc.). Recuerde que para ver el trabajo en su versión original completa, puede descargarlo desde el menú superior.

Todos los documentos disponibles en este sitio expresan los puntos de vista de sus respectivos autores y no de Monografias.com. El objetivo de Monografias.com es poner el conocimiento a disposición de toda su comunidad. Queda bajo la responsabilidad de cada lector el eventual uso que se le de a esta información. Asimismo, es obligatoria la cita del autor del contenido y de Monografias.com como fuentes de información.

Categorias
Newsletter