Cultivo de células de insectos

Resumen

Los artrópodos se han convertido en el centro de
atracción de los científicos debido a su
importancia en medicina y agricultura. Han desempeñado un
papel fundamental como huésped intermediarios, vectores de
agentes patógenos que causan enfermedades al ser humano y
los animales. Las infecciones por arbovirus ha generado el
interés en el desarrollo de cultivos de células de
los insectos de importancia médica con el fin de estudiar
la relación virus-vector a nivel celular (Sudeep et al.,
2005). En la agricultura, los daños causados por plagas y
el fracaso de los insecticidas para su control ha estimulado a
desarrollar a gran escala, cultivos de células de insectos
y nuevas herramientas para su control. El estudio de las
células de insectos ha generado grandes cambios a nivel
científico lo que ha conllevado a una expansión muy
rápida en muchas áreas de la biología,
incluyendo la inmunología, endocrinología,
toxicología, bioquímica, virología y la
evolución. Específicamente, esta revisión
busca hacer una búsqueda literaria sobre la
utilización de los cultivos de células de insecto y
su proyección en las distintas áreas.

Historia del
cultivo de células de insectos

El cultivo de células de insectos comenzó
hace 30 años a partir de la disociación
física de los ovarios inmaduros de Antherea
eucalypti, una polilla hembra (Grace, 1962). Este avance fue
el resultado de un arduo trabajo, experimentación y fases
de desarrollo lo que logró establecer la creación
de una línea de células de insectos. En China,
años antes de Grace (Gaw 1958; Vlak 2007) Goao y sus
colegas utilizaron una variedad de tejidos de mariposa de seda,
lo cual mostró un crecimiento exitoso de virus en este
cultivo (Vag 1958; Vlak 2007). Goao y Grace establecieron
numerosas líneas de células de insectos como
lepidópteros, dípteros, ortópteros y
coleópteros (Li y 2007 Bonning, Lynn 2007; Vlak 2007). La
principal motivación de esa época, para el
establecimiento de líneas de células de insectos
fue el estudio de la fisiología de insectos y la
producción in vitro de los Baculovirus para el control
biológico de plagas de insectos. Pero, en 1980 el cultivo
de células se trasladó a la corriente principal de
la biotecnología, donde fue posible modificar
genéticamente los Baculovirus. Desde este periodo han
aparecido numerosas investigaciones de líneas celulares de
insectos para la producción a gran escala y con
técnicas que permiten su replicación en medios de
cultivos de suspensión que originalmente eran de anclaje
dependiente. Actualmente la transfeccion de células de
insecto con Baculovirus (IC-BEVS) se ha convertido en una
plataforma tecnológica importante para la
fabricación de partículas virales, proteínas
recombinantes que van desde los pesticidas biológicos
hasta las vacunas humanas, además son utilizadas para la
terapia génica. IC-BEVS es un sistema versátil ya
que puede expresar productos de los genes de casi cualquier
organismo, desde bacterias hasta los humanos y en cualquier
localización celular.

Células de
insectos vs Células de mamíferos

Para la elaboración de nuevos medios de cultivo y
el diseño es necesario tener conocimiento del metabolismo
de las células de insectos (CI) , pero se presenta una
escases de información sobre el metabolismo de CI y solo
existen aproximaciones cuantitativas (Bernal et al, 2009;
Carinhas et al, 2010;. 2011). El metabolismo de las CI tiene
diferencias marcables en relación con el cultivo de
células de mamíferos (Neermann y Wagner, 1996).
Ambas líneas celulares son capaces de crecer en medios de
cultivo que solo contienen glucosa como carbohidrato (Landureau,
1969; Reuveny et al., 1992), pero las CI presenta una mayor tasa
de consumo en comparación con las células de
mamíferos. Sin embargo, líneas celulares de
insectos son capaces de utilizar otro tipo de carbohidrato como
la fructuosa o la maltosa (Bédard et al., 1993; Reuveny et
al., 1992) lo que genera un mayor espectro en las fuente de
energía y de las técnicas utilizadas. Pero en las
CI existen desventajas tales como la incapacidad de generar un
patrón correcto de glicolisacion muy parecido al de las
células de los mamíferos.

Aplicaciones de
las células de insectos

Las células de insectos (IC) son una alternativa
para la bioproducción pues constituye una
proyección para la creación de proteínas,
vacunas y vectores para la terapia génica, esta
versatilidad se genera por que pueden ser cultivadas muy
fáciles en los medios de suero y libre de
proteínas. Además, los baculovirus han sido
utilizados para la producción de una amplia variedad de
recombinación biológica de proteínas para su
uso como bioinsectisidas, vacunas y proteínas
terapéuticas (Chen 200 y harper 2006). La
producción de proteínas recombinantes se genera
mediante un sistema de células de insectos infectada por
Baculovirus. Estas líneas celulares transformadas han
surgido como estrategia para la producción continua de
proteínas recombinantes. Se utiliza un gen que identifica
una pequeña fracción de las células
transformadas de forma estable, y los genes de resistencia a
antibióticos se utilizan como marcadores seleccionables y
se contrasfectan con el heterologo de interés. Esto es
útil ya que las células de insectos no se ven
comprometidas por las infecciones de los virus. El sistema de
células de insecto de Baculovirus es una tecnología
bien establecida en producción de proteínas
heterologas, aplicables en la investigación
científica para el desarrollo de vacunas y
diagnósticos. Según Stefan 2011, los arbovirus
formar un importante grupo de patógenos virales
significativos en la medicina que se transmiten a los seres
humanos y animales a través de vectores artrópodos,
sobre todo mosquitos, garrapatas, y pocas vacunas por arbovirus
son actualmente disponibles, lo que produce una urgente necesidad
de vacunas que sean eficaces contra arbovirus altamente
patógenos como el dengue, la fiebre del valle, el virus de
la fiebre catarral ovina etc.

La transferencia de genes ha surgido recientemente como
una nueva y poderosa estrategia terapéutica (Liu., et al
2011) con adenovirus asociados (AVV), este patógeno en el
ser humano se puede utilizar para proporcionar a largo plazo
genes de expresión. La producción recombinante de
adenovirus asociados (rAVV), se puede lograr mediante la
cotransfeccion con 3 plasmidos que contienen el gen
terapéutico flaqueado (Rep78, Rep68, Rep52, Rep40) de
estructura VP1, VP2, VP3 por terminaciones invertidas (RTI, 145
Pb) ubicados en cada extremo del genoma, que son necesarios para
la replicación y encapsidadcion del genoma viral. La
producción a gran escala de rAVV es un reto en la
aplicación de terapia clínica, pues presenta
desventajas en cuenta a la trasfeccion y difusión, y no
son fáciles de escalar a altas densidades en cultivo de
células en suspensión. Existe un método
novedoso para la producción de rAAV basado en sistemas de
baculovirus en células de insectos, derivados de
Autographa califórnica que se ha utilizado
ampliamente en la producción de proteínas. Liu., et
al 2011, utilizó un cultivo de células de
Spodoptera frugiperda Sf21 (cultivadas a 27°C en
matraces que contenían medio TNM-FH (Sigma, St. Louis, MO,
USA) con suplemento 10% FCS, células 3T3 mantenidas en
medio DMEM (Gibco, San Diego, CA, EE.UU) con suplemento de suero
fetal bovino al 10% a 37°C en 1 atm con 5% de CO2 con tres
Three plasmids, pFBDLSR, pFBDVPm11 y pFBGFPR), iniciando con
bajas densidades de células a altas densidades en un
periodo corto, lo que generó de manera eficiente la
producción de rAVV, asociados con el numero de baculovirus
unidos a la célula de insecto. Este sistema de cultivo
alimento-lote (Fed-batch), es un método rápido y
económico para la producción de rAAV.

Otra aplicación, son los anticuerpos monoclonales
(mAb) utilizados para la detección de cáncer como
parte de la inmunoterapia del diagnostico del cáncer. Las
mAb han sido desarrolladas y su uso se ha establecido en
células de mamíferos, pero las exigencias
están creciendo rápidamente y los organismos
transgénicos solo ofrecen cantidades limitadas con un alto
costo y no están garantizadas de estar libres de
patógenos.

Los Baculovirus en cultivo de células de insectos
expresa grandes cantidades de proteínas recombinantes con
procesamiento post-traduccional en células eucariotas que
logran un montaje correcto y el plegamiento de proteínas
glicolisadas, que son esenciales para las actividades
biológicas, la estabilidad y longevidad. El anticuerpo
monoclonar C017-1A se une a una glucoproteina de superficie,
asociada a la regresión de la metástasis del
cáncer, el patrón de glucolisacion de una mAb
determina su unión y la interaccion entre Fc de
inmunoglubolina G esenciales para la actividad antitumoral. Song,
2010, caracterizó las estructuras de N-glicanano y la
biofuncion de anticolorectal cáncer anticuerpo monoclonal
CO17-1A producida en baculovirus-celulas de insectos, donde las
células de insectos infectadas con Baculovirus se
establecieron utilizando el vector para la expresión de
mAb C017-1A. Los patrones de glicolisacion de insectos y las
funciones in vitro de las celulas mAb se observaron mediante
tecniacas como la cromatografía liquida de alta
presión (HPLC), la prueba ELISA y fluorescencia de
células de clasificación (FACS). Estos resultados
muestran que la glicolisacion de mAbls es específica con
las estructuras de insectos y son biofuncionales a la actividad
anti-tumoral.

Nuevos
métodos de cultivo de insectos y la producción a
gran escala

Los métodos de cultivo por free-batch (alimento
por lote) o perfusión han sido los mas atractivos o
alternativos para el cultivo de lotes a gran escala.
Tradicionalmente en cultivo de células se han utilizado
medios de suplementos generalmente con suero fetal bovino (FBS)
para apoyar el crecimiento celular de baculovirus y la
producción de proteína recombinante. Este suero
tiene desventajas, que incluye altos costos, la variabilidad de
lote a lote que afecta el rendimiento de las células, la
dificultad para su procesamiento y purificación y la
contaminación potencial por agentes patógenos tales
como Micoplasma, virus y partículas proteicas
infecciosos. Por lo tanto se dado una necesidad del desarrollo de
sueros libres para su uso en cultivo de células de
insectos, donde el suero ejerce un efecto promotor sobre la
producción de proteína recombinante. Un estudio
realizado por Yamaji 2006, utilizó medios de cultivo libre
de suero después de la infección del Baculovirus
con una producción eficiente de proteínas
recombinantes en células de insectos inmovilizadas. Este
estudio investigó dos fases de cultivo de células
inmovilizadas dentro de BSPs en matrices de agitación y un
bioreactor de 2.5 l de tanque agitado, lo que revela que las
células inmovilizadas intensifican el cultivo de
células y la producción recombinante de
proteínas en medios de proteínas-libre-basal. Este
es un método prometedor de producción recombinante
de proteínas: un cultivo en dos pasos, en el cual las
células primero crecen y el virus-infectante se desarrolla
en un medio que contiene suero y la proteína recombinante
se produce en un sistema basal libre de proteínas
después de la sustitución del medio en días
post-infeccion.

Este método, facilitaría la
reducción de costos, purificación. Sin embargo,
implica la separación de las células en el curso
del cultivo, que puede ser una desventaja para la
producción a gran escala, pero que se puede solucionar
mediante el cultivo de células inmovilizadas.

Las IC han sido utilizadas para la producción a
gran escala, ya sea de un gen específico o de
proteínas recombinante. Yamaji et al 2008 investigó
sobre la producción de un fragmento Frab del anticuerpo
catalítico 6D9 en células transformadas de
lepidópteros, desarrollado para generar un alto nivel de
expresión de las proteínas secretadas por las
células transformadas de lepidópteros. El vector de
expresión pIE1/153A (ca 11.000 pares de bases) utiliza el
promotor de Bombyx mori actina citoplasmática, a partir de
la expresión de gen extraño estimulada con la B.
mori (VAN (BmNPV) IE-1 transactivador y el potenciador BmNPV
HR3), luego de estos se emplea un promotor de actina B.moria para
la expresión del fragmento Fab de anticuerpos, donde
resultó que las células que presentaron mayores
concentración de Fab fragmentos fueron eficiente por
incubación en presencia de G418 y blasticidina. Los altos
rendimientos de más de 300g/ml del fragmento Fab fueron
producidos por el método de cultivo de agitación de
las células recombinantes de insectos.

También se ha utilizado la producción de
Bionanocapsulas en cultivo de células de insectos
inmovilizadas usando partículas porosas de soporte de la
biomasa. Donde las partículas L, compuestas de
proteína L del antígeno de la hepatitis B de
superficie del virus, son candidatos a un gen especifico y un
desarrollo de administración de drogas. Shishido., et al
2007 utilizó células de insectos transfectados para
la producción de la partícula L. Las L
partículas son nano partículas huecas que consisten
en la L proteína del antígeno de superficie del
virus de la hepatitis B y la membrana del retículo
endoplasmatico de fosfolispidos. Antes se utilizaba la
producción de particula L en levaduras, pero generaba una
ruptura celular y se requería una posterior
purificación. Las celulas fueron inmovilizadas con
éxito dentro de partículas porosas de biomasa (BSP)
en un cultivo con frasco de agitación. Estas
células inmovilizadas mostraron una alta productividad
específica, comparable a las productividades
máximas en cultivos estáticos y de frascos de
agitación de células no inmovilizadas.

El uso de un medio de crecimiento de cultivo de
células de insectos para aislar bacterias de caballos con
pericarditis efusiva, fibrinosa ha sido publicado en un estudio
preliminar por Jones et al., 2007. Dado a que la pericarditis es
una entidad poco frecuente en los caballos, clasificada como
efusiva, fibrinosa o constrictia. Los esfuerzos para aislar
bacterias en los fluidos a menudo no son viables, y se han
utilizado un Medio de cultivo de células de insectos
(ICCGM) de mycobacterium kansasis de un perro con derrame pleural
terapéuticamente intratable. Posteriormente una ICCGMA fue
optimizado para mejorar el aislamiento de varias especies
altamente exigentes tales como Baronella. Debido a que la
ingestión de la oruga podría facilitar la
transmisión de bacterias-insectos, se inoculo el ICCGM con
equinos que tenían pericarditis, mostrando promisorios
resultados.

• Estudio de hormonas de los insectos y
  biopesticidas.

Durante el desarrollo de los insectos, ecdisteroides y
hormonas juveniles (JHs) interactúan para regular el
crecimiento de las larvas, la metamorfosis y la
reproducción, pero los mecanismos moleculares por las
cuales las hormonas influyen en la actividad de los insectos aun
sigue siendo desconocidas, por lo tanto se ha utilizado las
líneas de células de insectos por su fácil
uso y manipulación para aclarar las acciones e
interacciones de las hormonas a nivel molecular. Soin et al.,
2008 informa sobre la posible interaccion del JHs con el complejo
receptor de EcR-US P en díptero (Drosophila melanogaster)
y lepidópteros (Bombyx mori). Sin embargo, sus resultado
no demuestra la verdadera actividad agonista o antagonista de JHs
sobre el complejo receptor y por lo tanto el mecanismo de
regulación de esta hormona aun sigue siendo desconocido. A
pesar de que se conoce poco sobre las sus interacciones
moleculares, actualmente se utiliza el nucleopoliedrovirus
Anticarsia gemmatalis (AgMNPV) como un pesticida biológico
para el control de la oruga del frijol terciopelo (A.
gemnatilis), una importante plaga de la soja en Brasil. Por lo
tanto se hace necesario el desarrollo de sistemas in vitro y la
optimización de la producción en masa en los
insectos criados con dietas artificiales para satisfacer la
demanda real para el bioinsecticida. Los cultivos de
células de insectos son un medio interesante para
seleccionar sistemas de la replicación viral de apoyo,
resultando útiles por las interacciones celulares
virus-huésped y en la producción de Baculovirus. En
una publicación por Castro et al., 2006, investigó
la capacidad de infección de A gemmatalis a siete
líneas celulares de lepidópteros para evaluar los
efectos, la síntesis vírica y la producción.
Los Baculovirus están atrayendo el interés como
potenciales agentes de control biológico de plagas de
insectos. Esta producción viral requiere un huésped
vivo, el cual puede ser insectos o cultivo de células. Por
lo tanto, la identificación de AgMNPV es relevante para el
desarrollo de una estrategia de producción en masa de
estos biofertilizates.

• Técnicas para la
  cuantificación de virus en células de
  insectos

Aun faltan por estudiar las técnicas de deteccion
y cuantificación de virus viables en cultivo de
células de insectos. En la tinción de
insitiuimunofluorescente se han desarrollado técnicas para
visualizar y cuantificar la infección de virus en
células de Culicoides quienes transmiten el virus de la
lengua azul (BTV) a ovinos, bovinos y otros rumiantes. Mecham et
al., 2009 probó una técnica inmunológica in
situ tinción fluorescente en combinación con un
sistema de imagen de detección de infrarrojo.

Las células infectadas se fijaron,
permeabilizaron y se hiceron reaccionar con un anticuerpo-virus
monoclonal especifico y marcadas con fluorescencia de anticuerpo
secundario. La replicación del virus en las células
infectadas se visualizó y se cuantificó midiendo la
fluorescencia en una cámara infrarroja. La sensibilidad
con este método comparable con otras técnicas
estándar de cultivo tales como tinción con
inmunoperoxidasa resulta ser más eficiente.

Todas estas aplicaciones evidencian que los cultivos de
células de insectos pueden tener una gran versatibilidad y
viabilidad a la hora de desarrollar producción a gran
escala, sin embargo, falta por estudiar técnicas de
identificación viral en células de insectos y la
regulación hormonal de estos organismos.

Conclusión

Los cultivos de células de insectos han logrado
producciones a gran escala y grandes cambios a nivel
científico lo que ha conllevado a una expansión muy
rápida en muchas áreas diversas afines. Sin
embargo, prevalecen desventajas tales como la incapacidad de
generar un patrón correcto de glicolisacion muy parecido
al de las células de los mamíferos.

Referentes

Bédard C, Perret S, Kamen AA. Fed-batch
culture of Sf-9 cells supports 3×107ells per ml and
improves baculovirus-expressed recombinant protein yields.
Biotechnol Lett 1997;19:629–32.

Bernal V, Carinhas N, Yokomizo Y, Carrondo MJT, Alves
PM. Cell density effect in the baculovirus-insect cells
system: a quantitative analysis of energetic
metabolism.

Biotechnol Bioeng 2009;104:162–80

Carinhas N, Bernal V, Yokomizo AY, Carrondo MJT,
Oliveira R, Alves PM. Baculovirus production for gene
therapy: the role of cell density, multiplicity of infection and
medium exchange. Appl Microbiol Biotechnol
2009;81:1041–9.

Carinhas N, Bernal V, Monteiro F, Carrondo MJT,
Oliveira R, Alves PM. Improving baculovirus production at
high cell density through manipulation of energy metabolism.
Metabol Eng 2010;12:39–52. 1552

Carinhas N, Bernal V, Teixeira AP, Carrondo MJT,
Alves PM, Oliveira R. Hybrid metabolic flux analysis:
combining stoichiometric and statistical constraints to model the
formation of complex recombinant products. BMC Syst Biol
2011;5:34.

Castro, Maria Elita B , Zilda Maria A. Ribeiro,
Marlinda L. Souza. Infectivity of Anticarsia gemmatalis
nucleopolyhedrovirus to different insect cell lines:
Morphology, viral production, and protein synthesis. Biological
Control 36 (2006) 299–304.

Chen, X. Sun, Z. Hu, M. Li, D.R. O"Reilly, D.
Zuidema, J.M. Vlak, Genetic engineering of Helicoverpa
armigera single-nucleocapsid nucleopolyhedrovirus as an
improved pesticide, J. Invertebr. Pathol. 76 (2000)
140–146.

Gaw, S.-Y. Culturing all types of silkworm
tissues using the monolayer culture. Chin. Sci. Bull 7:
219–220; 1958.

Grace, T. D. C. Establishment of a line cells
from the silkworm, Bombyx mori. Nature (London) 216: 613;
1967.

Grace, TDC. The prolonged growth and survival of
ovarian tissue of the promethea moth, Callosamia
promethea, in vitro. J Gen Physiol 1958;
41 : 1027-34.

Harper, et al., Sustained efficacy up to 4.5
years of a bivalent L1 virus-like particle vaccine against human
papillomavirus type 16 and 18: follow-up from a randomised
controlled trial, Lancet 367 (2006) 1247–1255

Jones, Samuel L; Amy Valenzisi; Sushama Sontakke ;
Kimberly A. Sprayberry;

Ricardo Maggi; Barbara Hegarty ;Edward
Breitschwerdt. Use of an insect cell culture growth medium to
isolate bacteria from horses with effusive, fibrinous
pericarditis: A preliminary study. Veterinary Microbiology 121
(2007) 177–181

Landureau JC. Etude des exigences d'une
lignée de cellules d'insectes (souche EPa) II. Vitamines
hydrosolubles. Exp Cell Res 1969;54:399–402

Lecina M; Soley, A; Gracia, J; Espunya,
E; Lazaro, B; J.J. Cairio, F. Godia. Application of on-line
OUR measurements to detect actions points to improve
baculovirus-insect cell cultures in bioreactors. Journal of
Biotechnology 125 (2006) 385–394

Liu, Yu-Kuo . Ching-Jen Yang, Chao-Lin Liu, Chia-Rui
Shen, and Lie-Ding Shiau. Using a fed-batch culture strategy
to enhance rAAV production in the baculovirus/insect cell system.
Journal of Bioscience and Bioengineering VOL. 110 No. 2,
187–193, 2010.

Li, H.; Bonning, B. C. Evaluation of the
insecticidal efficacy of wild type and recombinant baculoviruses.
In: Murhammer D. W. (ed) Methods in molecular biology series.
Baculovirus and insect cell expression protocols. Springer, New
York, pp 379–405; 2007.

Lynn DE. Novel techniques to establish new insect
cell lines. In Vitro Cell Dev Biol-Anim 1827
2001;37:319–21.

Mecham, James. Philip L. Brown, Linda E.
McHolland. In situ immune infrared fluorescent
staining for detection and quantitation of bluetongue virus in
Culicoides insect cell culture. Journal of Virological
Methods 158 (2009) 110–113.

Neermann J, Wagner R. Comparative analysis of
glucose and glutamine metabolism in transformed mammalian cell
lines, insect and primary liver cells. J Cell Physiol

1996;166:152–69.

Reuveny S. Microcarrier culture systems. In:
Lubiniecki AS, editor. Large-scale Mammalian Cell Culture
Technology. New York: Marcel Dekker Inc.; 1990. p.
363–91.

Song, Mira Da-Young Park, Youngkwan Kim,Kyung-Jin
Lee, Zhe Lu, Kinarm Ko,Young Kug Choo, Yeon Soo Han, Mi-Hyun
Ahn,1 Doo-Byoung Oh, and Kisung Ko. Characterization of
N-glycan structures and biofunction of anti-colorectal cancer
monoclonal antibody CO17-1A produced in baculovirus-insect cell
expression system. Journal of Bioscience and Bioengineering VOL.
110 No. 2, 135–140, 2010.

Soin, Thomas; Swevers, Luc; Mosallanejad, Hadi;
Efrose, Rodica; Labropoulou, Vassiliki; Iatrou,Kostas, Guy
Smagghe. Juvenile hormone analogs do not affect directly the
activity of the ecdysteroid receptor complex in insect culture
cell lines. Journal of Insect Physiology 54 (2008)
429–438

Sudeep, A.B.; Mourya, D.T &. Mishra A.C.
Insect cell cuture in research: Indian scenario. Indian J Med Res
121, June 2005, pp 725-738

Shishido, Takuya; Masaru Muraoka; Hideki Yamaji;
Akihiko Kondo & Hideki Fukuda. Production of
Bionanocapsules in Immobilized Insect Cell Culture Using Porous
Biomass Support Particles. The Society for Biotechnology, Japan.
Vol. 103, No. 6, 572–574. 2007. DOI:
10.1263/jbb.103.572

Van Damme, E. J. M.; Rouge, P.; Peumans, W. J.
Carbohydrate protein interactions: plant lectins. In: Kamerling
J. P.; Boons G.J.; Lee Y. C.; Suzuki A.; Taniguchi N.; Voragen A.
J. G. (eds) Comprehensive glycoscience. From chemistry to systems
biology. 3: Elsevier, New York, pp 563–599;
2007.

Vlak JM, Hong HZ. Biosafety of engineered
baculoviruses and cultured insect cells. In: Maramorosch K,
Mitsuhashi J, editors. Invertebrate cell culture: Novel
directions and biotechnology applications. USA: Science
Publishers Inc;1997 p. 181-91.

Vlak, J. M. Professor Shang yin Gao
(1909–1989): his legacy in insect cell culture and insect
virology. J. Invertebr. Pathol 95: 152–160;
2007.

Yamaji, Hideki; Manabe, Toshitaka; Watakabe, Keizo
Masaru Muraokab, Ikuo Fujii, Hideki Fukuda. Production of
functional antibody Fab fragment by recombinant insect cells.
Biochemical Engineering Journal 41 (2008)
203–209

Yamaji, Hideki; Manabea, Toshitaka; Akinori Kitaura;
Eiji Izumoto; Hideki Fukuda. Efficient production of
recombinant protein in immobilized insect cell culture using
serum-free basal media after baculovirus infection. Biochemical
Engineering Journal 28 (2006) 67–72.

BIOGRAFÍA

LINA ROCIO DÀVILA GIRALDO: 25 de mayo de 1991
LibanoTolima. Actualmente estudia Biología en la
Universidad del Tolima (Ibagué-Colombia)

ANA MARIA JARAMILLO VARGAS: 30 de noviembre de 1991.
Actualmente estudia Biología en la Universidad del Tolima
(Ibagué-Colombia)

FRANCISCO JOSE SANTAMARIA URUEÑA: 28 de
septiembre de 1989. Actualmente estudia Biología en la
Universidad del Tolima (Ibagué-Colombia)

Trabajo realizado el 28 de junio del 2012 en la Ciudad
de Ibague-Colombia.

Autor:

Lina Roció Dávila
Giraldo,

Ana María Jaramillo
Vargas

Francisco José Santamaría
Urueña.